家兔的呼吸调节实验报告

实验十一 家兔呼吸运动的调节

一、实验目的

1. 学习记录家兔呼吸运动的方法。 2. 观察多种因素对呼吸运动的影响。

二、实验原理

人体及高等动物的呼吸运动所以能持续地、有节律地进行，是由于体内调节机制的存在。体内、外的各种刺激，可以直接作用于中枢或不同部位的感受器、反射地影响呼吸运动，以适应机体代谢的需要。肺的牵张反射参与呼吸节律的调节。

三、动物与器材

1.实验动物：家兔

2.实验器材：兔体手术台、 手术器械、 张力传感器、 PowerLab信号采集系统、Y型气管插管、 20ml与1ml注射器、 橡皮管(长1.5m,内径1cm)。 3.实验试剂：生理盐水、2%戊巴比妥钠、尼可刹米、1%乳酸。

四、实验方法与步骤

1.家兔麻醉

称重—麻醉（2%戊巴比妥钠，2ml/kg，耳缘静脉注射）—固定（仰卧位固定） 2.手术分离颈部气管和神经

颈部皮肤切口6-7cm——钝性分离颈部肌肉层——做“T”形切口插入气管插管——分离双侧迷走神经 3.分离剑突软骨

切开皮肤，分离表面组织使剑突软骨和骨柄暴露，金冠剪剪去一段剑突软骨的骨柄，使剑突软骨与胸骨完全分离，但保留下方的膈肌片。

4.打开Powerlab信息采集系统，用金属钩钩住游离的剑突软骨，连

家兔呼吸运动的调节

20122501002 生物科学二班 朱慧兴

1. 实验目的

1.1 学习家兔呼吸运动的测定方法；

1.2 观察并分析牵张反射以及影响呼吸运动的各种因素.

2. 实验原理

呼吸运动是呼吸中枢节律性活动的反映.在不同生理状态下，呼吸运动所发生的适应性变化有赖于神经系统的反射性调节，其中较为重要的有呼吸中枢、肺牵张反射以及外周化学感受器的反射性调节.因此，体内外各种刺激，可以直接作用于中枢部位或外周的感受器反射性地影响呼吸运动.

3. 实验对象与实验材料

家兔 常规手术器械、手术刀、手术剪、镊子、眼科剪、金冠剪、玻璃分针、棉花、纱布、棉线、小弯钩、烧杯、污物缸、兔手术台、塑料绳、长塑料管（1.5m)、棉签、20ml注射器、5ml注射器、1ml注射器、照明灯、保护电极、滑轮、支架、PowerLab生理实验系统、气管插管、张力传器感、麻醉剂（2%戊巴比妥钠 2ml/Kg ）、生理盐水、50mg/ml尼可刹米注射液、其他溶液如1%乳酸溶液等.

4. 实验步骤

4.1 麻醉：2%戊巴比妥钠；2ml/kg体重；耳缘静脉注射. 4.2 固定（仰式）、剪毛、剪颈部皮肤4~5cm，钝性分离颈部肌肉等组织，剪颈部皮毛和胸部剑突位置皮毛.

实验 家兔呼吸运动的调节

【目的】

1、 观察血液中化学因素（PCO2、PO2、和〔H+〕）改变对家兔呼吸运动（呼吸频率、节律、幅度）的影响，初步探讨其作用部位，并分析机制。观察迷走神经在家兔呼吸运动调节中的作用，初步探讨其机制。

2、 掌握气管插管术和神经血管分离术。

【材料和方法】 1、材料

家兔；手术台，手术器械；20ml和1ml注射器，橡皮胶管；装有CO2的气袋；生理盐水，氨基甲酸乙酯，乳酸；呼吸换能器，微机生物信号采集处理器系统 2、方法

2.1 实验系统连接及参数设置 用胶管连接流量头与气管插管，流量头连接呼吸流量换能器。用胶管连接呼吸换能器测压口和气管插管，呼吸换能器输出线接微机生物信号处理系统。启动系统软件，在系统软件窗口设置仪器参数。 2.2手术准备

2.2.1麻醉固定 家兔称重后，按1g/kg体重剂量耳缘静脉注射200g/L氨基甲酸乙酯。待兔麻醉后，将其仰卧，先后固定四肢及兔头。

2.2.2手术 剪去颈前被毛，颈前正中切开皮肤6～7cm，直至下颌角上1.5cm，用止血钳钝性分离软组织及颈部肌肉，暴露气管及与气管平行的左、右血管神经鞘，细心分离两侧鞘膜内迷走神经，在迷走神经下穿线备用。分离气管，

[目的与要求]

1 学习直接测定家兔动脉血压的急性实验的方法

2观察神经,体液因素对心血管活动的影响

[基本原理]

在正常人体内,任何高等动物的动脉血压时相对稳定的.这种相对稳定是通过神经和体液调节来实现的,其中以静动脉窦-主动脉弓压力感受性反射最为重要.此反射即可使升高的血压下降,又可使降低血压升高,故有血压缓冲反射之称.家兔的主动脉神经在解剖上独成一支,易于分离与观察起作用

本实验是应用液导系统直接测定动脉血压,即由动脉插管与压力传感器连通,其内充满抗凝液体,构成液导系统,将动脉插管插入动脉,动脉内的压力及其变化,可通过封闭的液导系统传导压力感受器,由计算机采集系统记录下来

[动物与器材]

家兔 ,手术台, 常用手术器械, 止血钳,眼科剪,支架,双凹管, 气管插管,动脉插管,三道管, 动脉夹,计算机采集系统 ,压力传感器,保护电极,照明灯,纱布,棉球,丝线,注射器(1ml,5ml,20ml),生理盐水,4%柠檬酸钠,20%-25%氨基甲酸已酯,肝素(200U/ml),肾上腺素(1:5000),已酰胆碱(1:10000)

【方法与步骤】

1、实验仪器的准备

打开计算机采集系统，接通压力传感器。从显示器的“实验项目”中找出“循环实验”的“家兔血压的调节”条，使显

生理学-呼吸运动调节实验报告范文

实验且的：

学习呼吸运动的记录方法，观察缺氧、二氧化碳和血中酸性物质增多对呼吸运动的影响。

实验原理：

肺的通气是由呼吸肌的节律性收缩来完成的，而呼吸运动是由于呼吸中枢不断地发放节律性冲动所致。呼吸中枢的紧张性活动，随着机体代谢需要，受许多因素影响。

本实验是向家兔气管插管，使呼出气的一部分经换能器连于记录仪记录呼吸运动，切断迷走神经和施给各种因素，观察呼吸曲线的变化。

实验对象：兔

实验器材和药品：哺乳类动物手术器械一套、兔手术台、气管插管、5 ml 注射器一只、50 cm 长的橡皮管一条、球胆二只、机械—电换能器及生理记录仪、刺激器。20％氨基甲酸乙酯溶液、3％乳酸溶液、CO2 气体、钠石灰、生理盐水、纱布及线等。

实验步骤和观察项目

一、由兔耳缘静脉缓慢注入20％氨基甲酯乙酯（1g／kg），待动物麻醉后，仰卧固定于手术台上。沿颈部正中切开皮肤，分离气管并插入气管插管。分离出颈部两侧迷走神经，穿线备用。

二、记录呼吸运动插入的气管插管的主管接机械—电换

能器，输入到生理记录仪，侧管暴露于大气。通过改变侧管的口径，使主管的输入信号适宜。

三、观察项目

（一）正常呼吸曲线

（二）增加吸入气中的CO2浓度：将装有CO2的球胆通过一细

塑料或

家兔呼吸功能不全实验

一、实验目的

1．观察血液中化学因素（PCO2、PO2、H+）的改变对家兔呼吸运动（频率、节律、幅度）的影响，探讨其作用机制。

2.通过造成动物窒息、气胸和肺水肿，以复制通气功能障碍、气体弥散障碍及肺泡通气与血流比例失调所引起的Ⅰ型或Ⅱ型呼吸功能不全模型。 二、实验动物

家兔，体重2.00kg，性别：雄。 三、实验药品及器材

药品：20%乌拉坦，盐酸利多卡因（批号：1304125），125U/ml肝素溶液（批号：1212010），油酸。

器材：手术器械，注射器（1ml、5ml、10ml、20ml、50ml），动脉导管，压力换能器，Y型玻璃气管插管，HX200型呼吸流量换能器，RM6240多道生物信号采集处理系统，头皮针，动脉夹，兔手术台，听诊器，血气分析仪。 四、实验方法

1.麻醉：抓取成年家兔一只，称重（2.00kg），于耳缘静脉缓慢注入20%乌拉坦10ml（0.5ml/100g*2.00=10.00ml)，作全身麻醉。家兔未完全麻醉，后补注2ml乌拉坦，2min后家兔耳朵下垂，角膜反射明显消失，四肢瘫软，止血钳夹紧无疼痛反射,视为麻醉完全，推注3ml肝素抗凝。将家兔仰卧位固定在手术台上，用牙线将家兔牙齿固定在兔手术台

家兔呼吸功能不全实验

一、实验目的

1．观察血液中化学因素（PCO2、PO2、H+）的改变对家兔呼吸运动（频率、节律、幅度）的影响，探讨其作用机制。

2.通过造成动物窒息、气胸和肺水肿，以复制通气功能障碍、气体弥散障碍及肺泡通气与血流比例失调所引起的Ⅰ型或Ⅱ型呼吸功能不全模型。 二、实验动物

家兔，体重2.00kg，性别：雄。 三、实验药品及器材

药品：20%乌拉坦，盐酸利多卡因（批号：1304125），125U/ml肝素溶液（批号：1212010），油酸。

器材：手术器械，注射器（1ml、5ml、10ml、20ml、50ml），动脉导管，压力换能器，Y型玻璃气管插管，HX200型呼吸流量换能器，RM6240多道生物信号采集处理系统，头皮针，动脉夹，兔手术台，听诊器，血气分析仪。 四、实验方法

1.麻醉：抓取成年家兔一只，称重（2.00kg），于耳缘静脉缓慢注入20%乌拉坦10ml（0.5ml/100g*2.00=10.00ml)，作全身麻醉。家兔未完全麻醉，后补注2ml乌拉坦，2min后家兔耳朵下垂，角膜反射明显消失，四肢瘫软，止血钳夹紧无疼痛反射,视为麻醉完全，推注3ml肝素抗凝。将家兔仰卧位固定在手术台上，用牙线将家兔牙齿固定在兔手术台

家兔呼吸功能不全实验

一、实验目的

1．观察血液中化学因素（PCO2、PO2、H+）的改变对家兔呼吸运动（频率、节律、幅度）的影响，探讨其作用机制。

2.通过造成动物窒息、气胸和肺水肿，以复制通气功能障碍、气体弥散障碍及肺泡通气与血流比例失调所引起的Ⅰ型或Ⅱ型呼吸功能不全模型。 二、实验动物

家兔，体重2.00kg，性别：雄。 三、实验药品及器材

药品：20%乌拉坦，盐酸利多卡因（批号：1304125），125U/ml肝素溶液（批号：1212010），油酸。

器材：手术器械，注射器（1ml、5ml、10ml、20ml、50ml），动脉导管，压力换能器，Y型玻璃气管插管，HX200型呼吸流量换能器，RM6240多道生物信号采集处理系统，头皮针，动脉夹，兔手术台，听诊器，血气分析仪。 四、实验方法

1.麻醉：抓取成年家兔一只，称重（2.00kg），于耳缘静脉缓慢注入20%乌拉坦10ml（0.5ml/100g*2.00=10.00ml)，作全身麻醉。家兔未完全麻醉，后补注2ml乌拉坦，2min后家兔耳朵下垂，角膜反射明显消失，四肢瘫软，止血钳夹紧无疼痛反射,视为麻醉完全，推注3ml肝素抗凝。将家兔仰卧位固定在手术台上，用牙线将家兔牙齿固定在兔手术台

实验报告

实验题目：家兔失血性休克模型的制作及治疗

实验目的：制作家兔失血性休克模型，观察家兔血压、心率、呼吸和微循环的变化，进一步理解休克发生的病理生理机制，并了解失血性休克的治疗措施

实验对象：家兔，体重1.92kg 实验器材与药品：

1、器材：兔用手术器械一套、兔手术台、静脉输液装置、动脉和静脉插管各一、三通管、注射器（20,5,1ml）、显微镜、手术线、纱布 2、药品：20%乌拉坦、1%肝素、去甲肾上腺素、生理盐水 实验步骤：

1、抓取家兔并称重，取20%乌拉坦9.6ml经耳缘静脉缓慢推注 2、待家兔四肢张力降低，无抵抗，角膜反射消失后，在兔手术台进行牢靠固定并备皮，备皮部位：颈部与腹部

3、做颈部正中切口5cm，分层剪开，分离右侧颈外静脉和左侧颈总动脉，小心游离血管3-4cm，在血管的两端穿线备用 4、经耳缘静脉注入1%肝素2ml抗凝

5、颈外静脉插管：先夹闭近心端，再结扎远心端，用眼科剪向近心端作V形切口，向近心端插管3-4cm，NS维持，5-10滴/min 6、颈总动脉插管：先结扎远心端，再夹闭近心端，用眼科剪向近心端作V形切口，向近心端插管3-4cm

7、腹部正中切口6-8cm，拉出一段肠系膜（不取盲肠肠系膜），固定

于显微镜下

病理生理实验报告— —

家兔失血性休克

——2011302280083 潘晴

【实验目的】

1、了解失血性休克动物模型的复制方法并复制失血性休克的动物模型； 2、观察失血性休克时和抢救休克时动物的功能代谢变化及微循环改变； 3、了解失血性休克的治疗，探讨失血性休克的发病机理及救治措施。

【实验原理】

休克是多种原因引起的，以机体急性微循环障碍为主要特征，并可导致器官功能衰竭等严重后果的全身性病理过程。失血导致血容量减少，是休克常见的病因。

休克的发生与否取决于失血量和失血速度，当血量锐减（如外伤出血、胃十二指肠溃疡出血或食管静脉曲张出血）超过总血量的20%以上时，极易导致急性循环障碍，组织有效血液灌流量不足，即休克的发生。

根据休克过程中微循环的改变，将休克分为三期：休克早期（微循环缺血期或缺血性缺氧期）；休克期（微循环淤血期或淤血性缺氧期）；休克晚期（微循环衰竭期或DIC期）。但依失血程度及快慢的不同，各期持续时间、病理生理改变和临床表现均有所不同。

对失血性休克的治疗，首先强调的是止血和补充血容量，以提高有效循环血量、心排血量，改善组织灌流；其次根据休克的不同发展阶段合理应用血管活性药物，改善微循环状态。

【实验对象】

家兔

【实验