少根紫萍对水中+U()的吸附和矿化行为研究 - 图文

第３５卷，第９期 光谱学与光谱分析２０１５年９月 ＳｐｅｃｔｒｏｓｃｏｐｙａｎｄＳｐｅｃｔｒａｌＡｎａｌｙｓｉｓＶｏｌ．３５，Ｎｏ．９，２６１９ｐｐ２６１３-Ｓｅｐｔｅｍｂｅｒ，２０１５

少根紫萍对水中U（的吸附和矿化行为研究Ⅵ）

２

，董发勤１*，刘 宁２，张 东３，刘明学１，杨 杰１，张 伟１聂小琴１，

１．西南科技大学，核废物与环境安全国防重点学科实验室，四川绵阳 ６２１０１０ ２．四川大学原子核科学技术研究所，辐射物理及技术教育部重点实验室，四川成都 ６１００６４３．中国工程物理研究院核物理与化学研究所，四川绵阳 ６２１９００

摘 要 采用室内水培和静态吸附实验，研究了水生植物少根紫萍（活体和干粉对水体Landoltiapunctata）

的吸附能力，并对作用过程和机理进行了初步分析。结果表明：常温下少根紫萍２中Ｕ（．５ｇ·Ｌ－１（ＦＷ）Ⅵ）活体和１干粉在ｐＨ５下对５ｍｇ·Ｌ－１Ｕ（溶液的去除率分别可达７８．２５ｇ·Ｌ－１（ＤＷ）．７０％和９５．５５％。Ⅵ）

活体和干粉对Ｕ（的吸附率随ｐＨ升高先增大后减小，在ｐＨ４～５时达到最大，并随投加量的增加而增Ⅵ）大；随Ｕ（初始浓度增加先增大后减小；在作用５ｍｉｎ时，活体和干粉对水体中Ｕ（的吸附率分别为Ⅵ）Ⅵ）

初始浓度增加至２５０１３．９０％和７９．９７％，在２４ｈ时吸附率均达９０％以上，吸附逐渐趋于平衡。当Ｕ（Ⅵ），相比的吸附量分别达到４和１３１ｍｇ·Ｌ－１，活体和干粉对Ｕ（．０５ｍｇ·ｇ－１（ＦＷ）．７６ｍｇ·ｇ－１（ＤＷ）Ⅵ）

的吸附行为，吸附过程符合准二Ｌａｎｇｍｕｉｒ模型，Ｆｒｅｕｎｄｌｉｃｈ吸附等温方程能较好地描述少根紫萍对Ｕ（Ⅵ）级吸附动力学方程，r均在０．９９以上。ＦＴＩＲ分析结果表明：少根紫萍表面含有羟基、羧基、氨基、磷酸基等

多种活性基团；ＳＥＭ作用４８ｈ后，大量片状无机磷酸铀晶体在其根-ＥＤＳ表明少根紫萍活体与水体中Ｕ（Ⅵ）系表面生成，结晶主要由Ｐ，Ｏ，Ｕ元素组成，不含Ｃ，其中Ｐ和Ｕ的质量百分比分别为８．７６％和８２．５３％，原子百分比分别为２５．１９％和３０．８９％，而对照组Ｐ的质量百分比和原子百分比仅为０．２４％和０．１１％，干粉，而干粉吸附的铀主被还原为Ｕ（未观察到类似晶体存在。ＸＰＳ分析结果表明：活体吸附后，部分Ｕ（Ⅵ）Ⅳ）

形式存在。由此推断，少根紫萍干粉对Ｕ（的吸附主要通过静电吸引，离子交换，络合配位等要以Ｕ（Ⅵ）Ⅵ）方式实现；活体对Ｕ（吸附的同时还存在还原和矿化的过程，在Ｕ（胁迫下活体根系表面会分解释放Ⅵ）Ⅵ）

及部分被还原的Ｕ（结合矿化为难溶的氢铀云母。出无机磷酸根，与吸附的Ｕ（Ⅵ）Ⅳ）关键词 少根紫萍；铀；吸附；矿化

中图分类号：Ｏ６５７．３ 文献标识码：Ａ DOI：１０．３９６４／．ｉｓｓｎ．１０００-０５９３（２０１５）０９-２６１３-０７ｊ

换、溶剂萃取、蒸发、膜分离等，但这些方法因存在能耗高、

引 言

随着核能的快速发展，铀资源需求量的增加，大规模的

１］

。水体铀矿开采和冶炼必将产生更多的低浓度铀污染水体［

工艺复杂、容易造成二次污染等问题，无法有效应用于大面

－１

积低浓度（铀污染水体的处理。植物修复技术≤５ｍｇ·Ｌ）

以其操作便利、维护成本低、原料廉价易得等优点而备受国５］

。国外一些研究人员采用根际过滤技内外研究人员的青睐［

［，］

术，利用向日葵（ＨelianthusannuusＬ）６７、豆类（Ｐhaseolus［］［］vulgarisＬ．var．vulgaris）８、浮萍（Lemnaaequinoctialis）９等植物处理退役铀加工厂或地下水中的铀，都取得了较好的１］２］、微生物［净化效果。国内外学者关于死体和活体藻类［对

中的Ｕ（随着地表径流和地下渗流会迁移扩散到生物圈，Ⅵ）通过饮水和食物链等途径最终进入到人体，以化学毒性和放

２］

。因此，低浓度射性内照射两种方式对人体健康造成威胁［

铀污染水体的深度净化是铀矿冶领域亟待解决的重要问

３］４］

。目前铀污染的治理方法［题［主要有化学沉淀、离子交

水体中Ｕ（的吸附也开展了大量研究。Ⅵ）

-０５-３０，修订日期：２０１４-０８-２９ 收稿日期：２０１４

，国家重点基础研究发展计划（项目１１１７６０２８）９７３计划） 基金项目：国家自然科学基金委—中国工程物理研究院联合基金项目（

（，国家自然科学基金面上项目（和核废物与环境安全国防重点学科实验室预先研究基金项目２０１４ＣＢ８４６００３）４１２７２３７１）（资助１５ｙｙｈｋ１１）

-ｍａｉｌ：ｘｉａｏｑｉｎ-ｎｉｅ＠１６３．ｃｏｍ 作者简介：聂小琴，１９８５年生，西南科技大学核废物与环境安全国防重点学科实验室助理研究员 ｅ

-ｍａｉｌ：ｆｑｄｏｎｇ２００４＠１６３．ｃｏｍ*通讯联系人 ｅ

２６１４

光谱学与光谱分析 第３５卷

（。ＤＷ：ｄｒｙｗｅｉｇｈｔ）１.３ 铀的分析方法

水样中铀含量的检测按照偶氮胂Ⅲ分光光度法进行。１.４ 扫描电镜样品制备

活体少根紫萍经与１０，１００，２００ｍｇ·Ｌ－１铀溶液作用２４ｈ后，经超纯水反复清洗，选取１～２条根于盖玻片上，自然干燥后，加入２．５％戊二醛，固定５ｈ后去掉戊二醛溶液，依次用３０％，５０％，７０％，９０％，１００％乙醇溶液逐级脱水，每次脱水２０ｍｉｎ，最后自然晾干，备用。对照实验采用蒸馏水作为培养介质，其余操作同上。利用ＥｍｉｔｅｃｈＳＣ７６２０喷金仪对样品进行喷金处理，置于Ｕｌｔｒａ５５型场发射扫描电子显微镜（德国蔡司公司）下室温扫描，观察样品形貌，并用Ｏｘ-英国Ｏｘｆｏｒｄ公司）分析样品微区元素ｆｏｒｄＩＥ４５０型能谱仪（分布。

１.５ 红外光谱与Ｘ射线光电子能谱样品制备

少根紫萍活体和干粉在与１００ｍｇ·Ｌ－１铀溶液作用后，取样，活体经过滤，干粉经４０００ｒ·ｍｉｎ－１离心１５ｍｉｎ，弃滤液及上清液，沉淀物４５℃烘干备用。红外光谱测定时采用ＫＢｒ一起研磨、压片。然后用Ｎｉｃｏｌｅｔ-５７００型傅里叶变换红外光谱仪（美国热电公司）于４００～４０００ｃｍ－１范围内扫描。Ｘ射线光电子能谱测定采用Ｋ美国热电公-Ａｌｐｈａ型ＸＰＳ仪（司）进行分析。

利用生物原位净化铀污染水体，优选水生植物，然而关于植物与水体中铀的作用方式和机理却鲜见报道。少根紫萍作为多年生漂浮植物，在我国乃至全球分布极其广泛，近几年来，国内外开展了大量关于少根紫萍净化生活污水及处理

１０，１１］１２］

重金属废水［和生物质能源［方面的研究。

本研究拟通过室内水培和静态吸附试验，考察和比较少的吸附能力和作用方式。根紫萍活体和干粉对水体中Ｕ（Ⅵ）

为将少根紫萍应用于铀污染水体的原位净化提供理论依据。

１ 实验部分

１.１ 材料

在四川绵阳西南科技大学校园内采集了个体均匀的水生，经自来水和超纯水各冲植物少根紫萍（Landoltiapunctata）

洗三次，在去除根系粘附的杂质后，少根紫萍通过Ｈｏａｇ-ｌａｎｄ’ｓ营养液在光照培养箱中预培养一周，然后挑选部分长势一致的少根紫萍进行活体实验；另一部分在恒温干燥箱中经６０℃烘至恒干后，磨碎过４０目筛，作为死体吸附材料收集备用。

铀标准溶液的配置方法如下：准确称取２．１０９２ｇ的硝

，少量水溶解后，加入１０ｍＬ酸铀酰［ＵＯ２（ＮＯ３）２·６Ｈ２Ｏ］

硝酸，移入１０００ｍＬ容量瓶中，用水稀释至刻度，摇匀，即为铀浓度为１ｇ·Ｌ－１的铀溶液。通过稀释得到其他浓度的铀溶液，采用０．１ｍｏｌ·Ｌ－１ＨＮＯ３，１０ｇ·Ｌ－１Ｎａ２ＣＯ３和５ｇ·Ｌ

ＮａＨＣＯ３的缓冲液调节溶液ｐＨ值。１.２ 方法

活体水培实验：在一系列２５０ｍＬ烧杯中加入一定量的

－１

２ 结果与讨论

的影响因素２.１ 少根紫萍吸附水体中U（Ⅵ）

的影响２．１．１ 溶液初始ｐＨ值对少根紫萍吸附Ｕ（Ⅵ）ｐＨ是影响生物对铀吸附的重要因素之一，因为在不同

ｐＨ条件下溶液中铀的存在形态不同，并且酸度还会影响生物体表面电荷的分布。由表１可见，溶液ｐＨ对少根紫萍活体和干粉吸附铀（影响较大。当ｐＨ＜４时，去除率随着Ⅵ）

ｐＨ的升高而增大，尤其是对于活体，ｐＨ３时最小，去除率，少根紫萍活体仅为４．０１％，显著低于ｐＨ４～７（．０１）p＜０

的最佳ｐＨ在４～５之间，与文献报道Ｕ和干粉去除Ｕ（Ⅵ）

１３］

（。当ｐＨ４～５时，少根紫萍的生物吸附最佳ｐＨ一致［Ⅵ）

活体和干粉对水体中Ｕ（的去除率均达８０％以上，当ｐＨⅥ）

＞５后去除率随溶液ｐＨ升高反而降低。当水体中ｐＨ＜４

＋

时，溶液中的Ｕ（主要以ＵＯ２形式存在，在与少根紫萍Ⅵ）２

少根紫萍活体，并移取２００ｍＬ一定质量浓度的铀溶液，静

置一定时间，取１０ｍＬ溶液经定量滤纸过滤，分析上清液铀含量；干粉吸附实验：在一系列２５０ｍＬ具塞锥形瓶中加入一定质量的少根紫萍粉末，并移取２００ｍＬ一定质量浓度的铀溶液，在常温下置于恒温振荡器中以１５０态吸附实验。取１０ｍＬ吸附后溶液于４０００

ｒ·ｍｉｎ－１进行静ｒ·ｍｉｎ－１下离心

２０ｍｉｎ，取上清液分析铀含量。每组实验设３个平行样。

吸附率（和吸附量（分别按式（和R，％）Ｑ，ｍｇ·ｇ－１）１）式（计算２）

R＝

c－c／

（）×１００％c０

ｔ０

（１）

（c０－cｔ）Ｖ（Q＝２）

m式中，浓度，ｍｇ·Ｌ－１；c０为溶液初始Ｕ（cｔ为t时刻溶液Ⅵ）铀浓度，ｍｇ·Ｌ－１；Ｌ；m为少根紫萍重量，Ｖ为溶液体积，ｇ，，其中，活体以鲜重计（干粉以干重计ＦＷ：ｆｒｅｓｈｗｅｉｇｈｔ）

活体根系表面负电荷结合时，容易与溶液中的大量Ｈ＋竞

争，导致活体在ｐＨ３时去除率极低，干粉由于粉碎粒径较

＋

小，活性位点和官能团暴露较多，相对可结合的ＵＯ２位点２＋＋

，逐渐发生水解以ＵＯ２（较多，当ｐＨ＞４时，ＵＯ２ＯＨ）２

２＋＋＋

［（（（ＵＯ２）ＯＨ）ＵＯ２）ＯＨ）ＵＯ２）ＯＨ）２（２］，［３（５］，［４（７］

Table１ EffectofpHonuranium（Ⅵ）biosorptionbylivinganddriedpowerofduckweedV＝２００mL，

，，pH３～７，Wa＝３g（FW）Wb＝０.２５g（DW）t＝２h，c０（U）＝５mg·L－１

种类活体干粉

ｐＨ

３４．０１±０．０３０．０１±０．００３６６．３２±３．１５２．６５±０．１０

４８７．７７±５．１２

０．２９±０．０２８１．３３±７．８３３．２５±０．１６

５８８．７８±４．２３

０．３０±０．０１８１．５７±４．２６３．２６±０．２５

６６６．４２±４．１５

０．２２±０．０１７８．６８±４．５４３．１５±０．２１

７６４．４７±５．０７

０．２１±０．０２６８．３４±５．０３２．７３±０．１３

R／％

（Q／ｍｇ·ｇ－１）R／％（Q／ｍｇ·ｇ－１）

第９期 光谱学与光谱分析等不同形式的正离子形式存在，而溶液中相对较少的Ｈ＋竞争导致铀酰络阳离子与少根紫萍表面呈负电性的活性位点结

＋

（合较多，当ｐＨ＞６时，溶液中的ＵＯ２则会水解成［ＵＯ２）２２

－

ＣＯ３（ＯＨ）３］等络阴离子，与少根紫萍表面产生静电斥力，

２６１５

去除率由７８．７０％增加到９１．０５％，而吸附量由１．５７ｍｇ·

－１

。干粉随着投加量从减小到０ＦＷ）．２９ｍｇ·ｇ－１（ＦＷ）ｇ（

０．２５ｇ增加到２．０ｇ，去除率由９５．５５％增加到９７．８５％，吸

减小到０附量由３．８２ｍｇ·ｇ－１（ＤＷ）．４９ｍｇ·ｇ－１（ＤＷ）．这是因为投加量增加时活性位点总数随之增加，溶液中铀酰络阳离子与活性位点结合的几率增大，因此去除率增大，但是，随着投加量的增大，部分根系或粉末聚集成团，暴露出来的有效活性位点数目减少，溶液中剩余的游离铀酰离子总数有限，二者之间存在的空间位阻效应导致吸附容量减小。

导致吸附率逐渐下降。考虑到少根紫萍活体在低酸度的条件下更容易存活，后续实验条件统一选取ｐＨ５。

的影响２．１．２ 初始投加量对少根紫萍吸附Ｕ（Ⅵ）

表２为少根紫萍在不同投加量下对Ｕ（的去除率和吸Ⅵ）

附量结果。随着少根紫萍活体投加量从０．５ｇ增加到３．０ｇ，

Table２ Effectofbiomassconcentrationonuraniumsorptionbylivinganddriedpowderofduckweed

，，V＝２００mL，Wa＝０.５～３g（FW）Wb＝０.２５～２g（DW）t＝２h，c０（U）＝５mg·L－１

（ｍｇ，ＦＷ）０．５７８．７１±５．３０１．５７±０．０５０．２５９５．７１±３．３０３．８２±０．１２１８０．７７±５．１２０．８１±０．０４０．５９５．４９±４．２１１．９１±０．１０１．５８２．２５±４．２３０．５５±０．０２０．７５９７．０５±２．８１１．２９±０．０７１．７５８３．７４±４．１５０．４８±０．０４１９７．２６±２．３２０．９７±０．０８２８４．５４±５．０７０．４２±０．０１１．５９６．６８±３．２５０．６４±０．１３２．５９１．０５±２．０３０．３６±０．０１１．７５９７．０３±３．６７０．５６±０．０８３９１．０４±３．９１０．３０±０．０２２９７．８５±２．１７０．４８±０．０５R／％Ｌｉｖｉｎｇ／（ｄｕｃｋｗｅｅｄｍＱｍｇ·ｇ－１）（ｍｇ，ＤＷ）R／％Ｄｒｉｅｄ／（ｄｕｃｋｗｅｅｄｍＱｍｇ·ｇ－１）的吸附等温式２.２ 少根紫萍对水体中U（Ⅵ）

表３为少根紫萍对不同铀溶液的吸附效果。随着初始铀

浓度的增加，去除率先增大后减小，吸附容量逐渐增大。当初始铀浓度从１ｍｇ·Ｌ－１增加至５ｍｇ·Ｌ－１，少根紫萍活体对Ｕ（的去除率由６１．３５％增加至９１．０９％，干粉对ＵⅥ）（的去除率由８４．００％增加至９６．２５％，当铀浓度继续增Ⅵ）

大到２５０ｍｇ·Ｌ－１，少根紫萍活体和干粉对Ｕ（的去除率Ⅵ）分别下降至２４．２８％和６５．８８％，吸附容量分别由０．０４ｍｇ·－１

和０增加至４ＦＷ）．６７ｍｇ·ｇ－１（ＤＷ）．０４ｍｇ·ｇ－１（ＦＷ）ｇ（

，表明少根紫萍活体对低浓度（和１３１．７６ｍｇ·ｇ－１（ＤＷ）≤５

铀溶液具有较好地净化效果，干粉对高浓度（ｍｇ·Ｌ－１）≥铀溶液具有很高的吸附量。将少根紫萍在不同２００ｍｇ·Ｌ－１）

初始浓度下的吸附数据按Ｌａｎｇｍｕｉｒ和Ｆｒｅｕｎｄｌｉｃｈ吸Ｕ（Ⅵ）

附等温方程进行拟合，结果如表４所示。Ｆｒｅｕｎｄｌｉｃｈ方程能相对较好地对少根紫萍活体和干粉吸附Ｕ（过程进行拟Ⅵ）

合，说明吸附发生在多层。所得常数n均大于１，表明在研究范围内均为有利的吸附过程。

Table３ Effectofinitialuranium（Ⅵ）concentrationonsorptionbylivinganddriedduckweedV＝２００mL，

，，pH５，Wa＝３g（FW）Wb＝０.２５g（DW）t＝２h，c０（U）＝１–２５０mg·L－１

／（Ｄｕｃｋｗｅｅｄc０（Ｕ）ｍｇ·Ｌ－１）ＬｉｖｉｎｇＤｒｉｅｄ１６１．３５±３．３００．０４±０．０１８４．０２±４．４５０．６７±０．０４５９１．０９±５．２３０．３０±０．０３９６．２５±２．１４３．８５±０．１７１０８１．１６±６．０７０．５４±０．０４８９．３６±５．１８７．１５±０．１８２５７５．７８±３．０３１．２６±０．０５８０．１０±５．８５１６．０２±０．７２５０６０．８６±４．９１２．０３±０．１７８０．１６±６．６５３２．０６±１．９２１００３８．８２±１．２５２．５９±０．０７７０．７６±３．０４５６０．６１±１．９８２５０２４．２８±２．０９４．０４±０．３１６５．８８±２．８３１３１．７６±５．９３R／％／（Ｑｍｇ·ｇ－１）R／％／（ｍｇ·ｇ－１）ＱTable４ ParameterofLangmuirandFreundlichisothermsequations

ＤｕｃｋｗｅｅｄＬｉｖｉｎｇＤｒｉｅｄ

（kａ／Ｌ·ｍｇ

０．００９９０．０８９３２

－１

）

Ｌａｎｇｍｕｉｒｉｓｏｔｈｅｒｍ

（ｍｇ·ｇ－１）qｍ／

１８．５１８５７２．４６３８

Ｆｒｅｕｎｄｌｉｃｈｉｓｏｔｈｅｒｍ

r０．５５１９０．６１９５

（Ｋｆ／ｍｇ·ｇ

０．２２５５５．７１１６

－１

）

n２．２４１．４９

r０．６２６７０．８８３１

的吸附动力学研究２.３ 少根紫萍对水体中铀（Ⅵ）

将少根紫萍不同时间下对Ｕ（的吸附量用准一级和准Ⅵ）二级动力学模型方程进行线性拟合，当接触时间为５ｍｉｎ时，少根紫萍活体和干粉对溶液中Ｕ（的去除率分别为Ⅵ）１３．９０％和７９．９７％，随着时间延长至６０ｍｉｎ，去除率分别增加至７３．６６％和８４．３２％，当接触时间达到１２ｈ时吸附接近平衡，去除率分别增加到９７．４９％和８９．００％。少根紫萍活体在前６０ｍｉｎ对溶液中Ｕ（的去除率迅速增加，在后续的Ⅵ）

１２ｈ内缓慢增加直至吸附平衡；干体则表现出５ｍｉｎ内完成

８０％的快速吸附过程，表明在吸附起始阶段，活体和死体的吸附过程表现为不同的主导作用机理，静电作用对干体吸附起主导作用。由表５可知，准二级动力学方程能较好Ｕ（Ⅵ）

地描述少根紫萍活体和干粉吸附Ｕ（的过程。相关系数rⅥ）分别为０的．９９７８和０．９９９８。表明活体和干粉在吸附Ｕ（Ⅵ）过程均有化学反应的发生。

２６１６

光谱学与光谱分析 第３５卷

Table５ Pseudo-frst-order，pseudo-second-order，andexperimentalvaluesforlivinganddriedduckweed

ＤｕｃｋｗｅｅｄＰｓｅｕｄｏ-ｆｉｒｓｔ-ｏｒｄｅｒｍｏｄｅ

k１［ｇ

／（ｍｇ·ｍｉｎ－１）］qｅ／（ｍｇ·ｇ－１）rＬｉｖｉｎｇ０．００１００．０８０２０．６５８９Ｄｒｉｅｄ

０．０００７

０．４９２７

０．９５９４

２.４ 少根紫萍与U（Ⅵ）的作用机理研究２．４．１ ＦＴＩＲ分析

图１为少根紫萍２ｇ（ＦＷ）活体，０．２５ｇ（ＤＷ）

干粉与２００ｍＬｐＨ５，初始浓度为２００ｍｇ·Ｌ－１Ｕ（Ⅵ）

溶液作用后的ＦＴＩＲ谱图。从图１a可见，３３９９．１ｃｍ－１左右存在一个强而宽的谱带，为羟基Ｏ—Ｈ和氨基Ｎ—Ｈ的伸缩振动吸收峰；２９２６．６和２８５５．７ｃｍ－１附近分别为脂类的Ｃ—Ｈ非对称和对称伸缩振动吸收峰；１６４６．５和１５４３．９ｃｍ－１附近分别归属为酰胺Ⅰ带、酰胺Ⅱ带特征吸收峰，１１００～１４０５ｃｍ－１出现一系列弱峰，与Ｏ—Ｈ，Ｎ—Ｈ，Ｃ—Ｈ变形振动与Ｃ—Ｏ，Ｃ—Ｎ伸缩振动有关，其中１２３８．４和１１０３．１ｃｍ－１分别为核酸的磷酸二酯键基团的反对称和对称伸缩振动峰，１０７６．３和１０５３．９ｃｍ－１附近的吸收峰主要来自于纤维素糖链和半纤维素中Ｃ—Ｃ，Ｃ—Ｏ和Ｃ—Ｏ—Ｃ键振动。９００～

５００ｃｍ－１为碳水化合物的糖环伸缩振动吸收峰［１３］

。由此可以推断，少根紫萍体内含有较多纤维素、蛋白质和酰胺化合

物，主要有氨基、羟基、羧基和磷酸基等活性基团。少根紫萍活体和干粉吸附Ｕ（Ⅵ）

后的ＦＴＩＲ光谱图见图１b和c，Ｏ—Ｈ的吸收峰经活体吸附后向右移动了３３ｃｍ－１，强度减弱，而干粉向左移动了１２ｃｍ－１，峰形明显增宽，说明羟基和氨基参与了少根紫萍对Ｕ（Ⅵ）的吸附。活体吸附后２８５５．７ｃｍ－１峰消失，出现１７１４．６ｃｍ－１新的峰，同时核酸的磷酸二酯键基团的反对称和对称伸缩振动峰分别向右移动至１５和５ｃｍ－１，表明少根紫萍活体位于脂类和核酸的磷酸基团与水体中的Ｕ（Ⅵ）发生作用，而干粉在吸附Ｕ（Ⅵ）

后，上述基团吸收峰无明显变化。Ｕ在６００～４００和１１００～１０００ｃｍ－１区间有两个特征吸收谱带，其中第一个谱带是由Ｕ（Ⅳ）

的存在而形成的，第二个谱带与ＵＯ２２＋

的存在有关。由于本研究中少根紫萍样品主要为有机物，铀在体内所占的总量较少，故

Fig.１ FTIRspectraofduckweed

a：Ｃｏｎｔｒｏｌ；b：ｌｉｖｉｎｇｄｕｃｋｗｅｅｄｃｏｎｔａｍｉｎａｔｅｄｗｉｔｈ２００ｍｇ·Ｌ－１Ｕ

（Ⅵ）

；c：ｄｒｉｅｄｄｕｃｋｗｅｅｄｃｏｎｔａｍｉｎａｔｅｄｗｉｔｈ２００ｍｇ·Ｌ－１

Ｕ（Ⅵ）

Ｐｓｅｕｄｏ-ｓｅｃｏｎｄ-ｏｒｄｅｒｍｏｄｅ

k２［ｇ

／（ｍｇ·ｍｉｎ－１）］qｅ／（ｍｇ·ｇ－１）r０．０００９０．３１２４０．９９７８４．１０１４

３．７１６０

０．９９９８

未能检测出明显的Ｕ红外吸收峰。２．４．２ ＸＰＳ分析

（１）ＸＰＳ宽扫描分析

ＸＰＳ的宽扫描可以给出除Ｈ和Ｈｅ以外所有元素的内层电子的结合能，通过元素的特征结合能与灵敏度因子可以

确定表面的化学成分及其相对含量［１３］

。图２是吸附Ｕ（Ⅵ）

前后的少根紫萍宽扫描ＸＰＳ谱图。由图２（ａ）

可见，少根紫萍在结合能为２８４．５５和５３２．３０ｅＶ处出现了Ｃ和Ｏ的强峰，在

结合能为４００．８０，３４７．０５，１３３．３０ｅＶ处分别出现了Ｎ，Ｃａ和Ｐ的弱峰，表明少根紫萍主要组成为Ｃ和Ｏ，原子百分比分别为７９．３０％和１９．８３％，由图２（ｂ）可以发现，少根紫萍活体吸附Ｕ（Ⅵ）

后在结合能为３８２．２５ｅＶ处出现明显的Ｕ４fFig.２ XPSsurveyscanningspectrafortheduckweed

（ａ）：Ｃｏｎｔｒｏｌ；（ｂ）：ｌｉｖｉｎｇｄｕｃｋｗｅｅｄｃｏｎｔａｍｉｎａｔｅｄｗｉｔｈ２００ｍｇ·Ｌ－１Ｕ（Ⅵ）；（ｃ）：ｄｒｉｅｄｄｕｃｋｗｅｅｄｃｏｎｔａｍｉｎａｔｅｄｗｉｔｈ２００ｍｇ·Ｌ－１Ｕ（Ⅵ）

第９期 光谱学与光谱分析２６１７

峰，结合能为１０３．００ｅＶ处出现了Ｕ５d弱峰，而Ｃａ峰消失。由图２（ｃ）可知，少根紫萍干粉吸附Ｕ（Ⅵ）后在结合能为３８１．７０ｅＶ处出现明显的Ｕ４f单一峰，Ｐ峰消失。由此表明

活体和干粉吸附Ｕ（Ⅵ）的作用机制存在差异。 （

２）高分辨ＸＰＳ分析图３（ａ）和（ｂ）

分别是少根紫萍５ｇ活体和１ｇ干粉与２５ｍＬ，ｐＨ５的２００ｍｇ·Ｌ－１Ｕ（Ⅵ）溶液作用２４ｈ后，样品在３６５～４００ｅＶ范围内的高分辨ＸＰＳ谱图。图３（ａ）

经ＸＰＳｐｅａｋ软件分峰确定，在３８０．２１，３８２．１４，３９１．２４和３９３．０６ｅＶ处分别出现了Ｕ４f７／２和Ｕ４f５／２峰，文献［１４，１５］报道，Ｕ（Ⅳ）的４f７／２和４f５／２轨道结合能分别出现在３８０．４ｅＶ（±０．３ｅＶ）和３９１．５ｅＶ（±０．３ｅＶ），Ｕ（Ⅵ）

的４f７／２和４f５／２轨道结合能分别出现在３８２．２ｅＶ（±０．３ｅＶ）和３９２．９ｅＶ（±０．３ｅＶ），由此可知，少根紫萍活体吸附的Ｕ（Ⅵ）部分被还原为Ｕ（Ⅳ）

。由图３（ｂ）可见，结合能在３８１．７和３９２．８ｅＶ两处出现了Ｕ的４f７／２和４f５／２峰，表明少根紫萍干体吸附的铀仍以Ｕ（Ⅵ）的形式存在。

Fig.３ U４fhigh-resolutionXPspectrumof

duckweedafterU（Ⅵ）

biosorption（ａ）：ｌｉｖｉｎｇｄｕｃｋｗｅｅｄｃｏｎｔａｍｉｎａｔｅｄｗｉｔｈ２００ｍｇ·Ｌ－１Ｕ（Ⅵ）；（ｂ）：ｄｒｉｅｄｄｕｃｋｗｅｅｄｃｏｎｔａｍｉｎａｔｅｄｗｉｔｈ２００ｍｇ·Ｌ－１Ｕ（Ⅵ）

２．４．３ ＳＥＭ-ＥＤＸ分析

少根紫萍活体吸附铀前后的扫描电镜结果见图４。由图４（ａ）可见，在未与铀作用时，活体少根紫萍根系表面存在少量草酸钙晶体。在溶液中未添加外源磷的条件下，浮萍根系表面出现多处１００～５００ｎｍ片状堆簇—

——类似云母的磷酸铀盐纳米晶体，详见图４（ｂ）（ｃ），（ｄ）

，且随初始铀浓度的增加晶体生长得更趋完整。图５（ａ）和５（ｂ）为少根紫萍干体吸附水体中Ｕ（Ⅵ）前后的ＳＥＭ图，由图５可见，少根紫萍干粉中存在疏松多孔的凹槽状，而吸附Ｕ（Ⅵ）

后表面相对平整紧实，但未观察到活体吸附后生成的哪种片状晶体。推测少根紫萍干体表面存在的多种活性基团与Ｕ（Ⅵ）

发生络合或配位，从而改变了其表面形貌。

Fig.４ SEMimagesofthesurfaceofthelivingduckweed

rootbefore（a）andafterbiosorption

Fig.５ SEMmicrographsofdriedduckweedbefore（a）andafter（b）Uadsorption

Fig.６ EDSresultsofoftherootsurfaceofthelivingduckweed

before（a）andafter（b：２００mg·L－１U）Table６ Elementdistributionresultsofthelivingduckweedofrootsbefore（a）andafter（b：２００mg·L－１U）

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