荧光定量PCR中探针法与染料法的区别

荧光定量PCR中探针法与染料法的区别：

一、荧光定量PCR中探针法与染料法的描述：

1.荧光定量PCR探针法：探针法即除了引物外另外设置一个探针，在探针的两端分别带上发光集团和淬灭集团，这个时候，两个平衡不发光，但是当DNA通过引物合成的时候，探针被折断，释放出发光集团和淬灭集团，两个距离较远，发光集团产生荧光，被机器收集到信号，从而检测基因的量

2、荧光定量PCR SYBR Green 染料法：染料能够与双链结合，当PCR扩增的时候，染料结合到DNA上，从而发光，单个的染料不发光，这样就能收集到信号，我们可以看出，染料法特异性不强，只要是双链的DNA都回结合发光。

二、荧光定量PCR中探针法与染料法的优缺点

1、探针法通过探针可以增加反应收集信号的特异性，只有探针结合的片段上发生扩增才能收集到信号，能够用多重体系反应的方法，能够预测和提前进行反应条件的优化，缺点是要合成探针，成本高

2、染料法经济实惠，可以做溶解曲线，分析全部PCR产物的TM值，缺点就是特异性没有探针法好

【分享】定量pcr仪选则宝典:各自精彩的选择

如何选择合适的定量 PCR仪定量PCR仪主要由两部分组成，一个是PCR系统，一个是荧光检测系统。选择定量PCR仪的关键——由于定量PCR必需借助样本和标准品之间的对比来实现定量的，对于定量PCR系统来说，重要的参数除了传统PCR的温控精确性、升降温速度等等，更重要的还在于样品孔之间的均一性，以避免微小的差别被指数级放大。至于荧光检测系统，多色多通道检测是当

今的主流趋势——仪器的激发通道越多，仪器适用的荧光素种类越多，仪器适用范围就越宽;多通道指可同时检测一个样品中的多种荧光，仪器就可以同时检测单管内多模版或者内标+样品，通道越多，仪器适用范围越宽、性能就更强大。荧光检测系统主要包括激发光源和检测器。激发光源有卤钨灯光源、氩离子激光器、发光二极管LED光源，前者可配多色滤光镜实现不同激发波长，而单色发光二极管LED价格低、能耗少、寿命长，不过因为是单色，需要不同的LED才能更好地实现不同激发波长。监测系统有超低温CCD成像系统和PMT光电倍增管，前者可以一次对多点成像，后者灵敏度高但一次只能扫描一个样品，需要通过逐个扫描实现多样品检测，对于大量样品来说需要较长的时间。定量PCR仪需要考虑的另外一个因素是软件设计，这一点目前较新型号的仪器都有不错的配套软件可以满足常规使用。——随着定量PCR技术在临床诊断、疾病监控、药物监测、肿瘤研究等领域的越来越广泛的应用，市面上不同品牌和设计的定量PCR仪也不断推陈出新，生物通在这里着重介绍不同的3类定量PCR仪，各有各精彩。

1. 传统的96孔板式定量PCR仪传统的96孔板式定量PCR仪以美国应用生物系统公司(ABI)为代表。传统96孔板式定量PCR仪的优点是可容纳的样本量大而且无需特殊耗材，可以采用传统的96孔板甚至384孔板进行批量的定量反应，但是缺点也显而易见——温度均一性不佳——平板固定加热模块的PCR温度控制有边缘效应——样品槽上每个孔之间的温度存在差异——也就是所谓位置效应，因此标准曲线的反应条件应难以做到与样本完全一致，样本和样本之间的温度控制也可能存在差异，对于灵敏度极高的定量PCR来说，任何极微小的差异都会以指数级别的规模被放大，不能不说是一种缺憾。传统反应板面积大，温度控制的精确性、升降温速度也相对较慢，因而反应速度也较慢。96孔板定量PCR仪的荧光检测分析系统，由于96孔板上样品孔的位置是固定的，每个样品孔距离光源和监测器的光程各不相同，有可能对结果产生影响。检测在试管管底进行，试管底的透光性和厚薄均一性都可能对结果产生影响。MJ和Bio-Red公司的定量 PCR仪也属于这一类。 ABI的7500型荧光定量PCR仪激发光源为卤钨灯光源，5色滤光镜，可同时激发96个样品，超低温CCD具备同时多点多色检测的能力，能够有效地分辨 FAM/SYBR Green I, VIC/JOE, NED/ TAMRA/ Cy3, ROX/Texas Red,和

Cy5等荧光染料。多色荧光检测技术为多重定量、SNP分析、基因型分型和带阳性内对照的阴/阳性分析提供了基础。多重定量即在同一反应管内同时对多个目标基因进行定量，可以大大提高精度并节约成本。随机配置的定量PCR引物和探针设计软件Primer Express非常有用，“因为到目前为止还没有其他软件有能力设计定量PCR所需的TaqMan探针(生物通摘自ABI技术资料)”。各型号都有实时动态(Real-Time)和终点读板(Plate Read)两种运行模式。实时动态模式用于定量DNA或RNA拷贝数。可以动态显示PCR扩增曲线的生成，定量的线性范围大于9个数量级，区分5000和 10000个拷贝的DNA模板可信度达99.7%。终点读板模式用于基因型鉴定、点突变检测和单核苷酸多态性(SNP)分析等。当然，也可以作为普通 PCR仪使用。ABI定量PCR仪最大的优势在于ABI已经发布十二万种Taqman Gene Expression Assays 人、大鼠、小鼠基因组基因表达分析试剂盒，覆盖人类全部4万个基因，二百万种Taqman Validated SNP Genotyping Assays 人、大鼠、小鼠基因组SNP 检测试剂盒，为运用7000、7300、7500、7900型开展课题研究创造了绝佳的条件。ABI 的定量PCR仪均支持两种定量化学：TaqMan荧光探针和SYBR Green I荧光染料。其熔解曲线(Dissociation Curve)功能用于判断PCR扩增反应是否特异，有无杂带生成。7500型号比7300多一个滤光镜，新的光路设计使长波长红色荧光的检测灵敏度大大提高，带有快速运行模式。增强的7900型在96孔模块的基础上更加可以更换384孔版模块，使得高通量处理数据的能力大大增强，应该更适合经常处理大量标本的实验室吧。 MJ的Option系列是在MJ原来的常规PCR仪基础上改造，采用LED光源PMT光电倍增管荧检测器。 96个单色LED光源对应96孔板，但是单色LED激发波长范围较窄。Option是单道单个光电倍增管荧光检测器，升级的Option2是双PMT光电倍增管荧光检测器，PMT灵敏度高但一次只能扫描一个样品，所以Option系列是逐孔扫描而非同时检测96个样品。双PMT可同时进 行双色检测 (FAM/SYBR Green I;VIC/Joe/TAMRA)。优势之一是带梯度功能。Bio-Rad(伯乐)也算是个熟悉的品牌，iCycler iQ实时定量PCR系统也是96孔平板式固定加热的，荧光检测波长范围400-700nm，可4波长同时检测，仪器的设计灵活，定性和定量部分可独立工作，同样可完成梯度PCR。5组滤光片位置使用户可以自由选择不同的检测波长。专利技术intensifier荧光放大器保证了极高的检测灵敏度。MJ被 Bio-Rad收购后，

Option和iCycler iQ目前还是各自走各自的销售渠道，至于将来Bio-Rad会如何决定二者的发展方向还需要拭目以待。

小 中 大 2.创新概念的离心式实时定量pcr仪为了克服平板式定量pcr温度均一性差的缺点，聪明的研究人员又开发出创新概念的离心式实时定量pcr仪，以roche罗氏的lightcycle和corbett的rotor-gene为代表。pcr扩增样品槽被巧妙地设计为离心转子的模样，借助空气加热和转子在腔内旋转，转子上每个孔都是“等位”的，几乎无差别，很好的解决了每个样品孔之间的温度均一性的关键问题 ——corbett的rotor-gene样品间温度差异小于±0.01℃，最大程度地保障了标准曲线和样品之间条件的一致性。利用空气做加热介质的优点在于能实现与反应体系无缝接触，接触面积大且加热均匀。虽然有竞争对手批评空气介质比热小，但事实上roche的lightcycle 2.0却是目前升温速度最快的定量pcr仪，可以达到20℃/秒!Corbett的Rotor-gene也可以达到5℃/秒(样品实际升温速度达到2.5℃/秒)，优于多数的平板式PCR仪。借助旋转离心力还可以随时将可能凝在管壁和盖子上的液滴离心到管底而无需热盖;还可以将酶加在管盖上，升温后离心到管底与反应体系混合，实现“机械的热启动功能”。由于升温速度快，对于常规需要2个多小时完成的定量PCR反应，Roche的LightCycler仅需20—30 分钟即可完成，可以大大节约时间和提高工作效率。这一点对于研究人员来说极为有用，因为你不再需要等2个多小时才能看实验结果了，或者换句话来说，2个多小时你可以做4—5轮定量实验了。 由于转子上的样品孔是旋转可移动的，因而离心式荧光检测系统可以固定激发光源和荧光检测器，随时检测旋转到跟前的样品管——由于每个样品管在检测时距离检测器和激发光源的距离都是“等价”一样的，使用的是同一个检测器和激发光源，有效减少不必要的系统误差。固定的结构使得仪器运行更稳定，使用寿命更长;离心式定量PCR都是逐个检测样品的，所以大多采用了长寿的LED(发光二极管)冷光源，运行前无须预热，无须校正;系统检测重复性也更好。离心式定量 PCR仪的缺点主要是离心的转子小，能容纳的样本量有限，由于是离心式转子，常规的96孔板和条形管就不适用，有的还需要特殊的消耗品，增加使用成本。当然离心式定量PCR仪不可能带梯度功能。 Roche

的Lightcycler刚推出的时候确实让人眼前一亮!现在Lightcycler2.0拥有令人心动的优点-----快速：利用空气动力学原理，20-30分钟内完成30-40个循环。控温准确：变温速率最高可达20℃/秒，温差≤±0.3°C多波长检测：可同时在530、640及710nm三个通道进行检测，实现同管检测两个项目或设立检测项目的外对照和内对照。此外动态检测范围达10个数量级，而无须将样品稀释;具有熔点曲线分析功能可以鉴别基因型、检测点突变、检测非特异性扩增，具多种检测模式如Taqman探针、荧光染料SYBR Green I检测、序列特异杂交探针等;探针及引物设计方便，杂交探针及引物设计的限制少，而且亦可方便地选用合适大小的扩增子(100-1000bp)。但是 Lightcycler需要使用特定的毛细管作为样品管，这在某种程度上提高了消耗成本，也不方便作为常规PCR仪使用。 Corbett的Rotor-Gene也是离心式的定量PCR仪。在品牌的角度上Corbett当然不如Roche罗氏在国内那样家喻户晓，之所以特别提到这个产品，确实是因为Corbett的设计有独到之处。比如Corbett的Rotot-Gene3000标准型是真正独立的4通道(可建立新通道)，4个独立LED激发光源(470nm/ 530nm/585nm/625nm)保证最少的光谱交叉 (0.99935)。由于转子在反应过程之中一直以恒定的低速旋转，使得样品间的温度均一性极佳(±0.01℃/秒)，同一热反应室提供完全相同的反应条件，同一光学通路提供完全相同的测量通道，每标本每循环检测32次，满足高精度和一致性要求。Rotot- Gene3000提供了36 x0.2ml和72x0.1ml两种转子，检测是通过薄壁管侧壁而非管底进行的，因而可以使用普通的0.2ml PCR管，并允许在试管盖上标记，这降低了使用成本。Rotot-Gene3000的温控速度不如LightCycler，但优于多数的固定加热模块的机型，能达到5℃/秒(管内实际升温速度达到2.5℃/秒)。 Corbett还有一个光学变性专利——让待扩增样品预先进行一次熔解曲线程序，检测荧光染料信号大小的变化，找到代表全部双链DNA解链的峰值对应温度，在其后的反应中就无需总是将变性温度设为94度，也不需要延长孵育时间。这个专利使得反应过程大大缩短。Rotot-Gene主要的问题也是可容纳的样品数量少，只能靠反应速度快，同样的时间可以多运行几轮反应来弥补。对于大量样品的实验室， Corbett同时还提供定量PCR反应自动加样系统，不单可以和自家的Rotor-Gene配套使用提高工作效率和均一性、安全性，也可以配套 Roche和ABI的定量PCR仪。这样就不用担心加样累坏了。

3.第三类的荧光定量pcr仪以cepher公司的smart cyclerii为代表，对于国内的用户来说比较新鲜，但这个一直受美国国防部和安全局、美国军队传染病医学研究中心、美国军队士兵和生物化学合作所资助的公司却相当有来头。smart cyclerii获得过1998年美国研发 r&d100金奖。smart cyclerii的机型小巧，只有16个样品槽，它的独到之处在于这16个样品槽分别拥有独立的智能升降温模块，也就是说这16个样品槽相当于16台独立的定量pcr仪!独立控温的好处首先是，你可以在同一定量pcr仪上分别进行不同条件的定量pcr反应，更为灵活自定义的梯度优化反应也好，或者是完全不同的几组反应——甚至，你可能只进行个别样品的检测，只占用其中几个样品槽——过一会儿其它的同事也要用 ——他不需要等待你的反应结束，而可以随时利用空置的样品槽开始其它定量反应!对于各有各忙的多成员的实验室，要是个别样品就占据96孔样品槽，其它人每轮要再等2个多小时，有时还要等几轮，那可够郁闷的。smart cycler ii的使用频率可以被最大化，大家都不用等待!这个世界上唯一允许不同条件pcr同时进行的定量pcr仪拥有独一无二的优点，是其它任何平板式或者离心式定量pcr都不具备的。此外，每个温控模块只控制一个样品槽，升降温速度当然更快——高达10℃/秒，控温精度自然就更高——这里根本不用考虑不同样品槽之间的温度均一性的问题，只有每个模块控温精确度的问题。对于普通的96孔板固定加热模块，本身有控温精度和准确度的差异，再加上样品槽不同位置之间的温度差异，而 Smart CyclerII就完全减少了一个误差因素。优异的特性使得只要20分钟就可以完成常规的定量PCR反应，大大提高研究人员的工作效率。每个模块独立控制的激发光源和检测器直接与反应管壁接触，保证荧光激发和检测不受外界干扰，固定的结构使得仪器运行更稳定，使用寿命更长。整合有4通道光学检测系统，分别可以检测FAM/SYBR Green I, Tet/ Cy3, Texas Red和Cy5，可在同一样本中进行多靶点分析，同时检测4种荧光信号，可使用多种检测方法，包括Taqman探针、分子信标、Amplifluor引物和Scorpion引物和荧光内插染料等等。宽达9个数量级的线性范围。不过Smart CyclerII需要使用独家的扁平反应管，增加了反应成本，上样也不如传统的方法方便，而且16个样品槽也不大适合批量反应的要求——不过Smart Cycler II的软件设计允许一台电脑同时操作6台Smart Cycler II，部分弥补了缺憾。所以Smart Cycler II会更适合

多成员、样本量不大、要求快速出结果的实验室。不是每个实验室都总是要同时检测几十上百个样品吧?在选购定量PCR前之前我们需要先了解自己的需要——是同时检测大量样本?还是小规模的研究?是固定的标准化检测方法还是有机会尝试不同的方法?随着技术的加速发展不断有新的荧光素、标记方法和试剂盒面市，还要考虑仪器性能在将来的可拓展性等等。生物通撰写本文的目的并非指出哪一类的仪器更适合我们的需要——毕竟不同应用领域、不同的实验室有着不同的需求，所以了解不同类型的定量PCR仪的特点有助于选择更适合自己需要的仪器，“不求最好，但求适合”。

实时荧光Taqman 探针设计的几个要点

实验室很多同学都要做Real time PCR实验，实验室的师兄师姐都会有很多宝贵意见，不过也有实验室前没有做过的，查找了下资料和大家分享下关于实时荧光Taqman 探针设计、实时荧光PCR探针的选择、

引物的设计及评价。

荧光探针法是用序列特异的荧光标记探针来检测产物，探针法的出现使得定量PCR技术的特异性比常规PCR技术大大提高。目前较常提及的有TaqMan探针、FRET杂交探针(荧光共振能量传递探针)和分子信

标Molecular Beacon。

广泛使用的TaqMan探针法是指PCR扩增时在加入一对引物的同时另外加入一个特异性的荧光探针，该探针只与模板特异性地结合，其结合位点在两条引物之间。探针的5′端标记有荧光报告基团(Reporter, R)，如FAM、VIC等，3′端标记有荧光淬灭基团(Quencher, Q)，如TAMRA等。当探针完整的时候，5′端报告基团经仪器光源激发的荧光正好被近距离的3′端荧光基团淬灭，仪器检测不到5′端报告基团所激发的荧光信号(就是说5’荧光基团的发射波长正好是3’ 荧光基团的吸收波长，因而能量被吸收传递到3’荧光基团而发出其它荧光)。随着PCR的进行，Taq酶在链延伸过程中遇到与模板结合的探针，其5′-3′外切酶活性(此活性是双链特异性的，游离的单链探针不受影响)就会将切割探针，释放5′端报告基团游离于反应体系中，远离3′端荧光淬灭基团的屏蔽，5′端报告基团受激发所发射的荧光信号就可以被探头检测到。也就是说每扩增一条DNA链，就有一个荧光分子形成，实现了荧光信号的累积与PCR产物形成完全同步。报告信号

的强度就代表了模板DNA的拷贝数。

(请注意，该图显示的不是普通的Taqman探针法，而是Taqman MGB探针法)Taqman探针检测的是积累荧光。常用的荧光基团有FAM，TET，VIC，HEX等等。当探针完整的时候，由于3′端的荧光淬灭基团在吸收5′端报告基团所发射的荧光能量，本身会发射波长不同的荧光而导致本底高，因此TaqMan探针近来又有新的发展——TaqMan MGB探针。MGB探针的淬灭基团采用非荧光淬灭基团(Non-Fluorescent Quencher)，本身不产生荧光，可以大大降低本底信号的强度。同时探针上还连接有MGB (Minor Groove Binder)修饰基团，可以将探针的Tm值提高10°C左右。因此为了获得同样的Tm值，MGB探针可以比普通TaqMan探针设计得更短，既降低了合成成本，也使得探针设计的成功率大为提高——因为在模板的短的探针比长的更容易设计。实验证明，TaqMan MGB探针对于富含A/TDNA碱基组成不理想的情况下，

的模板可以区分得更为理想。

Taqman探针法已经得到广泛使用，不过有人认为这种技术利用了Taq酶5`—3`外切酶活性，一般试剂厂

家只给Taq酶的聚合酶活性定标，没有同时给Taq酶5`—3`外切酶活性定标，不同批号试剂之间会给定量带来差异。另外对探针的熔点温度(Tm)仅要求其高于60°C，这就使不同试剂盒之间的特异性参差不齐，难

于做质控检测。

Real time PCR Taqman探针设计、实时多重PCR探针的选择和引物的设计及评价

一、实时荧光Taqman 探针设计

总原则：探针选择要保守，引物选择要保守，因此必须找一段100-200bp相对要保守的片段来设计引物与探针。即real-time PCR的扩增片段是50bp----150bp。当找不到150bp的保守片段时，必须确保探针的

片段是保守的。

在设计探针和引物时，要同时考虑在两条链上设计引物与探针。但要注意的是：在那条链上设计探针时，就应靠近在同一条链上设计的引物(即上游引物)。这样，可保证在将来扩增时，即便没有完全扩增，也有

荧光信号报告出来。两者的距离最好是探针的5’端离上游引物的3’有一个碱基，但也可以重叠。

若在原序列中找不到合适的探针与引物(1主要是探针和上游引物的距离太远，而离下游引物的距离却较近时;2突变位点要求在探针的5’ 端也能检测到荧光信号，但却是在3’端)，可在互补的序列中设计引物与探

针。

另real-time PCR中的探针和引物的Tm值，均要高于平常PCR的引物和杂交的探针的Tm值。

二、 探针的设计

探针设计的基本原则：

1. 保守：探针要绝对的保守，有时分型就单独依靠探针来决定。理论上有一个碱基不配对，就可能检测不出来。若找不到完全保守的片段，也只能选取有一个碱基不同的片段。且这个不同的碱基最好在探针的中间，对探针与目的片段的杂交影响不大，不相同的碱基最好不要在两端，因为两端不利于探针的杂交。且

最好为A或T，而不能为G或A，因为A、T为双键，而G、A为三键。

2. 探针长度:Taqman探针的长度最好在25-32bp之间，且Tm值在68-72℃之间，最好为70℃，确保探针的Tm值要比引物的Tm值高出10℃，这样可保证探针在煺火时先于引物与目的片段结合。因此探针最好是富含GC的保守片段，保证其的Tm值较高。现在有Taqman MGB探针，在TAMER之后再标记一个MGB，可使探针的Tm值较高,即使探针片段较短，也可达到Taqman探针的Tm值要求(68-70℃)。

3. 探针的名称:应标记探针在基因组的位置及长度。

4. 探针Tm值计算: 用oligo或primer preiemer软件即可计算Tm值。确保探针中GC含量在30-80%。

应避免探针中多个重复的碱基出现，尤其是要避免4个或超过4个的G碱基出现。

5. 探针的评价:用DNAstar软件中的Primerselect软件，点击“log”菜单中的“create primer catalog”，在“name”中输入探针的名称、位置，按Tab键进入“sequence”，粘贴或输入要分析的探针序列。选中整个序列后，在 “report”菜单下“primer self dimer”,分析探针的二聚体。弹出的窗口中就告诉此探针有多少个dimer，

并对此探针用dG值进行评价(通常给出最差的dG值，理论上是dG值越大越好)。在“report”菜单下“primer hairpins”,分析探针的发夹结构。弹出的窗口中就告诉此探针有多少个hairpins，并对此探针的hairpins进

行评价。多重荧光PCR 时，要对多条探针进行“pair dimer”进行分析。

6. 探针的5’端不能为G，因为即使单个G碱基与FAM荧光报告基团相连时，G可以淬灭FAM基团所发

出的荧光信号，从而导致假阴性的出现。

7. Taqman探针与引物之间的位置:Taqman探针应靠近上游引物，即Taqman探针应靠近与其在同一条链上的上游引物。两者的距离最好是探针的5’ 端离上游引物的3’有一个碱基，但也可以重叠，要保证

Taqman探针的5’端离上游引物的5’端至少有4bp。

荧光定量PCR详细流程和问题解析 [转自 丁香园论坛]

前一段时间在百度中搜索，发现多年前写的一个关于荧光定量PCR技术的PPT有很多人看过或引用过，考虑到自己作荧光定量PCR工作已经了五年了，做的实验以及解决的问题远比五年前多了，因此利用过年的时间，写点荧光定量PCR实验中的一些注意事项及感想，无论对错，都是希望对相关的人员有些参考价值。

荧光定量PCR原理等大家都已经很熟了，我就不细说了，主要是写一些有人问过的事，希望写的内容是大家都关心的。

普通PCR与荧光定量PCR技术区别？

简单的讲PCR技术最早是用于扩增一段特异的PCR片段，用于克隆、测序等实验，后来也将其用于样本中特异的PCR片段有无或非很粗的相对定量，而荧光定量PCR技术则是为了测定样本中特异的PCR片段相对及绝对量，是一种测定特异的PCR片段含量的方式。如测定病人样本中病原体的含量、实验样本中某一特定的mRNA的含量等。

前些年有人讲过普通PCR后，通过电泳也可以进行定量，其实是将PCR产物的定量与PCR样本中模板定量相混了。近两年没有人再讲这类的话了。

Sybr Green、Taqman、Molecular beacon、LUX这些方法如何选择？

从实验成本来讲，Sybr Green是最好的，基本上就是普通PCR加上一点Sybr Green I 荧光染料即可，其信号强度也很好，还可以进行融解曲线分析等，但缺点是只能在一个反应管内进行一种PCR反应的检测，另一个问题是非特异性扩增会影响实验结果，当然也有一些技术解决这些问题，后面会讲到。对于研究人员来讲，如果需要检测的基因很多，而每个反应管

中进行一种PCR反应的检测可以满足实验要求，则Sybr Green是最好的选择。

如果需要进行多通道实验，即在一个反应管中进行2种或以上的反应，则要选择其他的方法，最常用的是Taqman、Molecular beacon，这两种都是探针的方式，由于增加了探针的特异性，因此其扩增曲线反映的就是特异性产物的扩增曲线，不含有非特异性扩增的成分。因此商业用途的检测试剂盒大都采用这一技术，以减少非特异性产物造成错误结论的可能性。其缺点在于探针成本较高，有时设计的探针并不合适，有造成损失的可能性。并且要进行较多的实验条件的优化。这两种探针技术用于商业目的时都有专利问题，据说取得Molecular beacon的许可权的成本相对较低，但只是据说。

另一种值得一提的是LUX探针，它也可进行多通道实验，但它没有Taqman和Molecular beacon方法的增加探针特异性的功能，因此只能是一种折中的方案，如果不考虑多通道实验，则不如Sybr Green法

选择单通道实验还是多通道实验？

这是要根据实验需要来选择的，如果有一个、两个或是三个基因要进行比较，并用看家基因进行对照，可以考虑选择多通道实验。多通道实验的好处是可以消除样本加样的误差。但要克服的困难也比较多，一是条件的优化比较麻烦，即多种PCR反应以及探针要在同一个反应条件下进行，并且效率都要比较高，另一个困难是要求相互之间没有干扰，因为干扰会影响到实验结果。还有一个困难是当一个基因的模板数显著大于其他基因时，因为共用核苷酸等资源的原因，会让模板数少的基因的定量值变小或变为零。因此一般两通道的实验比较多些，即一个基因进行多样本比较，用看家基因进行对照。

可以看出，如果单通道实验可以解决问题，就不要选择多通道实验了。三个以上的基因进行比较时就最好用单通道。因为一般的仪器最多也只有四个通道，就是有更多的通道，实验条件的优化也是足够麻烦了。

双通道实验时如何克服反应条件、干扰以及模板数差别很大等困难？

对于反应条件的优化，可通过两个单独实验的标准曲线来优化，主要是复性温度，可用PCR仪的温度梯度功能来选择，然后找到一个合适的复性温度。对于如何确定是否存在相互干扰，

则要通过两个独立的单通道实验与双通道实验的结果进行比较，如果差别不大，则表明没有干扰。至于模板数差别很大的问题，可以通过降低引物浓度的方法来实现，即primer limited，在一般的PCR反应中，引物的浓度是足够高的，基本上可以将反应液中的核苷酸全部消耗尽，在优化引物浓度时，用不同的引物浓度进行实验，找到不影响反应的C(t)值的最低引物浓度。这样在实际反应中，模板数高的基因在引物耗尽后，反应液中仍然有足够的核苷酸等用于另一个基因的反应。

引物设计中的几个注意事项

1、 引物设计最好用相关的软件来进行设计，考虑引物自身回折、错配、引物二聚体、复性温度、产物变性温度等问题，其中产物的变性温度是大家不太关心的问题，但有些产物在一般的95度条件下不能充分解链，会严重影响实验结果。

2、 引物所设计的片断一定要有足够的特异性，选择好片段后，最好到互联网中进行相关的搜索，看在样本的基因组有没有相拟的基因以及假基因等，如果有，则可选择特异性更高的区域。

3、 在进行mRNA表达量的定量，可以在引物设计时考虑基因组的污染问题，即在引物设计时让两个引物跨一个内含子，这样基因组污染所造成的扩增可以区别出来，或因为片段过大而不能扩增

4、 由于mRNA表达量的定量有一个逆转录的过程，如果逆转录是用poly（T）作引物，则设计的片段尽量靠近poly（A），以免逆转录的效率影响到实验结果。如果用特异性引物进行逆转录，则要考虑引物区是否存在RNA二级结构的问题

5、 产物片段的大小：定量PCR一般产生片段都不大，不会超过600bp。Sybr Green法一般选择250-600bp，过大会影响到PCR扩增的效率，过小则很难通过融解曲线与引物二聚体分开，但并不是绝对的。Taqman法的扩增片段都很小，几十或是100多，这是其原理造成的。Molecular beacon法对片段大小的要求不高，只要不是太长即可。

Sybr Green法的实验策略：

实验可分为三个阶段，即实验条件的优化、预实验和正式实验。 一、 实验条件的优化阶段，这一阶段是最花时间的，

1、 要找到一个阳性的模板，可以是克隆有基因质粒、强阳性样本或纯化的PCR产物等。有了阳性的模板才能进行最基本的定量扩增实验，如果有普通PCR的实验条件，也可以此

为基础进行实验。

2、 扩增出的产物要通过电泳方法确定其大小，以确认定量PCR扩增的产物是你的目的基因，有些用户就发生过优化了几天的条件才发现扩增片段的大小不对，不是自己想要的基因。当然，能测个序什么的最好。并通过融解曲线实验来确定产生的Tm值以及所用的变性温度是否已经足够，个别情况下会出来解键不充分的现象。

3、 有了基本的PCR条件后，要将阳性模板进行倍比稀释，一般用10倍稀释。将稀释的模板带上阴性对照，分成多份进行温度梯度实验，对复性温度进行优化，以找出复性温度范围，复性温度最好能满足以下条件：高中低模板浓度下PCR扩增效率都很高、阴性模板没有扩增。选择满足条件的中间温度，这样可以提高实验的稳定性，不会因为样本管在加热模块中的位置不同而影响实验结果。

4、 如果找不到合适的条件，如引物二聚体过多，可对引物浓度、Mg2+离子浓度、DMSO含量等进行优化，然后再进行复性温度梯度实验。其中Mg2+离子浓度、DMSO含量都会影响Tm值以及所用的变性温度。 二、 预实验阶段

按照优化的条件对所需要分析的样本做一个没有重复的实验，每个样本做一个10倍和100倍稀释的实验，预实验的目的主要有两个，一是了解样本的模板浓度范围，如果有样本的模板浓度在标准曲线之外，如过高或过低，则可能要对标准曲线进行重新优化，当然，如果过高和过低不影响你的实验结论则可定为高于多少或低于多少，直接进行外推是不科学的。另一个目的看样本中是否有PCR抑制物的影响，如果每个样本的定量结果与其10及100倍稀释后的样本的结果相同，则表明没有抑制物的影响，如果不同，如原倍结果为零，而10及100倍稀释后的样本的结果为阳性，则表明样本中PCR抑制物浓度较高。可用其10及100倍稀释后的样本进行定量。

有几个用户发现过实验为阴性的样本在其10及100倍稀释后的样本为阳性的，也许有更多用户没有进行这样的实验，得到了错误的结论。因为样本RNA的提取试剂中经常有抑制PCR反应的物质，清洗不干净就会影响到定量PCR反应。

三、 正式实验阶段

然后就可以进行正式实验了，只需要将每个样本作三个或更多的重复即可以了。有抑制物的样本先进行稀释，计算浓度时不要忘记就行了。最后就可以进行实验结果分析了，个别样本中离群的数值可以删除。

Sybr Green法的注意事项

1、 最好按照上面提到策略进行实验，以免造成不必要重复实验，从而降低实验成本 2、 Sybr Green I一般是先将母液用DMSO进行稀释100倍，最终的使用浓度为4000-10000分之一。可能不同的Sybr Green I母液的稀释倍数不同，可通过实验来证明，但高浓度的Sybr Green I肯定会影响PCR反应。另外用水稀释后的Sybr Green I保存的时间很短，一般1周后就不能用了。DMSO似乎反复冻融会影响性能，但原因不明。

3、 在对引物浓度、Mg2+离子浓度、DMSO含量等进行优化后仍得不到满意的结果，特别是引物二聚体很多时，可以考虑更换引物，因为引物成本低，而优化实验成本很高。 4、 当有少量引物二聚体影响荧光结果时，可以提高荧光读板时的温度来消除引物二聚体的影响，如将读板时的温度提高到82度，此时引物二聚体已经解链而产物没有解链。但引物二聚体浓度很高时会严重影响PCR反应，消除引物二聚体的影响也没有用。

5、 大家都知道进行绝对定量需要标准曲线，有些用户认为进行相对定量时就不需要标准曲线了，可以通过2ΔΔC（t）来计算，但这一计算是有条件的，即所有荧光定量PCR扩增的效率都接近于100%，可以通过实验来证明。但大多数用户并没有进行这样的实验就直接用2ΔΔC（t）来计算了。这是错误的，会得到错误结论。

6、 无论是使用自配的试剂还是用商业的荧光定量试剂盒，最好买够试剂，以免进行预实验或正式实验时没有试剂而必需采用其他试剂，由于不同试剂的缓冲液成份有较大差别，如有的试剂中含有DMSO及Mg2+离子等，可能会影响到实验结果，甚至要重新进行实验条件的优化。

7、 不要在管盖上写字，原因很明显，但有些用户习惯了写字，后来再擦掉，也会对实验有些影响。

8、 最好使用高质量的PCR管，低质量管的管间差可能会很大。

9、 每次实验一定要有阳性对照和阴性对照，以免出现问题时找不到原因。

10、 在样本很珍贵时可以采用对样本进行稀释的方式进行定量。只要浓度不是太低，理论来讲对稀释是不会影响实验结果的。

其他方法也可以采用类拟的策略，以节约成本，提高效率。

想到的内容就这些了，希望大家多批评指正。

反应体系的建立及优化 1. SG浓度：

终浓度1:5,000－1:100,000，一般为1:10,000—1:70,000

2. Primer浓度：

终浓度50nM－300nM 固定摸板浓度的梯度实验

不加摸板的对照实验（NTC）——有无非特异信号 熔解曲线的分析——是否单峰 建议使用HPLC纯化的引物

3. MgCl2浓度

降低MgCl2浓度以减少非特异性产物 最低可至1.5nM

同时做梯度实验和NTC对照

4. 反应温度和时间参数 反应温度参考所用酶的种类 退火温度使用温度梯度功能优化

反应时间与常规PCR类似，扩增片断一般为200－300bp

5. TaqMan探针 引物、探针设计： 首先选择探针序列

探针的Tm值为68－70度，长度不应超过30碱基 探针的5’端不应是G，G有可能会淬灭荧光素

引物应尽量靠近探针，扩增片断不超过400bp，通常为80－150bp

引物的Tm值为59－60度，长度约20碱基 避免引物、探针之间的二级结构

委托合成公司设计 使用辅助软件 确定反应参数

一般为两步法，94度10－20s

60度30－60s （Taq酶的5’外切酶活性在60度最强） 通过温度梯度优化退火温度 三步法， 72度45s 优化引物探针浓度

目标：最高的信号/背景比 最小的Ct值

引物浓度：50nM-900nM 探针浓度：50nM-250nM

通过多次实验确定各自的浓度和比例 real-time PCR 扫盲文章

real-time PCR 扫盲文章 [转自 丁香园论坛]

多聚酶链反应（polymerase chain reaction,PCR）技术发明至今已近20年了，在这期间技术得到了不断的发展，近年来出现的实时荧光定量PCR（real-time quantitative PCR）技术实现了PCR从定性到定量的飞跃，它以其特异性强、灵敏度高、重复性好、定量准确、速度快、全封闭反应等优点成为了分子生物学研究中的重要工具，本文就此技术及其应用做一综述。

1 实时荧光定量PCR技术的方法学

1.1 原理 所谓real-time Q-PCR技术，是指在PCR反应体系中加入荧光基团，利用荧光信号累积实时监测整个PCR进程，最后通过标准曲线对未知模板进行定量分析的方法。在

2.3 肿瘤耐药基因表达的研究 对化疗药物的耐药是治疗肿瘤病人的主要障碍。由于耐药限制了许多肿瘤的成功治疗，因此研究肿瘤细胞对耐药机制就变得十分重要。目前研究中发现主要的耐药机制有：ATP结合盒基因超家族（ATP-binding cassette superfamily）的膜转运蛋白介导的耐药，这些蛋白包括：MDR-1基因编码的P-糖蛋白（P-gp），多药耐药相关蛋白（MRP），肺耐药相关蛋白（LRP），乳腺癌耐药蛋白（BCRP）等；酶介导的耐药，包括拓扑导构酶（Topo），谷胱甘肽（GSH）及谷胱甘肽-S-转移酶（GST），蛋白激酶C（PKC），脱氧胞嘧啶核苷激酶（deoxycytidine kinase）等，凋亡基因介导的耐药，如bcl-2家族，p53基因，c-myc等。多药耐药（MDR）是多因素，多种机制共同作用的结果。real-time反转录PCR（RT-PCR）是了解肿瘤耐药，指导临床治疗策略的有用手段，它能观测用药前后及复发时肿瘤细胞的耐药基因mRNA表达变化，从而及时调整治疗方案和评价疾病的预后。

2.4 病毒感染的定量监测 扩增技术的发展使得对病毒的定性或定量检测的能力随之提高，也使研究病毒的负荷和疾病进展的关系成为可能。Real-time Q-PCR是主要被运用于科研和诊断领域的扩增技术，它不仅能对病毒定性，而且由于其实验的批间和批内差异小，重复性好，因此能方便、快速、灵敏、准确地定量病毒DNA或RNA的序列，更重要的是从中可以动态地研究在整个病程中潜在病毒的复活或持续，从而使临床医生和病毒学家能检测临床的变化，如抗病毒治疗的效果，耐药变异的出现等。目前运用较多的是在器官移值中对使用免疫抑制剂的病人用Real-time Q-PCR来定量测定CMV感染。研究表明在骨髓移植的病人中用Real-time Q-PCR检测CMV感染比传统的pp65抗原试验更敏感，抗CMV药物治疗能使血中的病毒含量下降，Real-time Q-PCR对于快速定量骨移植病人的CMV感染和监测CMV复活是一个有用的工具。 3 存在的问题及应用前景

在real-time Q-PCR技术中，无论是相对定量还是标准曲线定量方法仍存在一些PCR定量方法均有的问题有待解决。在标准曲线定量中，标准品的制备是一个必不可少的过程。目前由于无一统一标准，各个实验室所用的生成标准曲线的样品各不相同，致使实验结果缺乏可比性。此外，用real-time Q-PCR来研究mRNA时，受到不同RNA样本存在不同的逆转录（RT）效率的限制。在相对定量中，其前提是假设内源控制物不受实验条件的影响的，合理地选择合适的不受实验条件影响的内源控制物也是实验结果可靠与否的关键。另外，与传统的PCR

技术相比，Real-time Q-PCR的不足之处是：（1）由于运用了封闭的检测，减少了扩增后电泳的检测步骤，因此也就不能监测扩增产物的大小；（2）因为荧光素种类以及检测光源的局限性，从而相对地限制了real-time Q-PCR的复合式（multiplex）检测的应用能力；（3）目前real-time Q-PCR实验成本比较高，从而也限制了其广泛的应用。

随着技术不断改进和发展。目前real-time Q-PCR已成为科研的主要工具，该技术未来的应用前景是令人鼓舞的，一方面real-time Q-PCR技术与其它分子生物学技术相结合使定量极微量的基因表达或DNA拷贝数成为可能。另一方面荧光标记核酸化学技术和寡核苷酸探针杂交技术的发展以及real-time Q-PCR技术的应用，使定量PCR技术有一个足够的基础为广大临床诊断实验室所接受，将有助于临床医生对疾病的诊断和治疗。 4 结 语

Real-time Q-PCR的发展使得研究人员又多了一种比较简单且自动化的手段去研究许多重要的基础课题。虽然此技术仍存在一些不足需要改进，但是它为real-time Q-PCR在常规诊断检测中的运用打下了良好的基础。Real-time Q-PCR将成为未来分子生物学实验室必备的研究工具。

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