CRISP原理 - 图文

CRISPR/Cas9 基因敲除技术

CRISPR/Cas9（Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats）是一种由RNA指导的Cas9核酸酶对靶向基因进行编辑的技术。

CRISPR/Cas9是细菌和古细菌为应对病毒和质粒不断攻击而演化来的获得性免疫防御机制。目前，来自Streptococcus pyogenes 的CRISPR-Cas9 系统应用最为广泛。在这一系统中，crRNA（CRISPR-derived RNA）通过碱基配对与转录激活crRNA（trans-activating RNA，tracrRNA）退火结合形成双链RNA能特异性识别基因组序列，Cas9 蛋白（含有两个核酸酶结构域，可以分别切割DNA 两条单链。Cas9 首先与crRNA 及tracrRNA结合成复合物，然后通过PAM 序列结合并侵入DNA，形成RNA-DNA 复合结构，进而对目的DNA 双链进行切割，生成DNA 双链断裂（double-strand breaks, DSBs）。在基因组编辑过程中，tracrRNA和crRNA可以融合成为1条RNA（sgRNA）表达同样可以起到靶向剪切的作用。

通过基因工程手段对crRNA 和tracrRNA进行改造，将其连接在一起得到sgRNA

（singleguide RNA）。融合的RNA 具有与野生型RNA 类似的活力，但因为结构得到了简化更方便研究者使用。通过将表达sgRNA的原件与表达Cas9 的原件相连接，得到可以同时表达两者的质粒，将其转染细胞，便能够对目的基因进行操作。

由于PAM 序列结构简单（5’-NGG-3’），几乎可以在所有的基因中找到大量靶点，因此得到广泛的应用。

与锌指核酸酶（ZFNs）和转录激活样效应核酸酶（Transcription activator-like effector nucleases,TALEN）相比较，CRISPR-Cas系统介导的基因组靶向实验在真核细胞中具有相似甚至更高的效率。

CRISPR/Cas9 系统可广泛应用于基因组工程，如基因抑制，基因敲除，基因敲入，基因修复等。CRISPR-Cas9 体系的RNA-DNA 识别机制为基因组工程研究提供了一项简便而强大的工具。其最重要的优势是Cas9 蛋白可在多个不同的gRNA 的引导下同时靶向多个基因组位点，起到多靶点调控的作用。

起源：

1、2007年，来自丹尼斯克公司（一家总部位于丹麦哥本哈根的食品添加剂公司，目前被杜邦公司收购）的科学家找到了一种能增强细菌防御噬菌体能力的方法。

2、2013年，四个研究团队报告了这一被称为CRISPR的系统，自此CRISPR技术红红火火的发展了起来，许多科研团队利用它来删除、添加、激活或抑制人体、老鼠、斑马鱼、细菌、果蝇、酵母、线虫和农作物细胞中的目标基因。

3、2015年，蒙大拿州立大学的两位学者以―CRISPR-RNA-Guided Adaptive Immune Systems‖为题，介绍了CRISPR-Cas免疫应答系统。

其中Blake Wiedenheft就是当年加州大学伯克利分校Jennifer Doudna研究组成员，他们曾于2010年破解了Csy4核糖核酸内切酶原子水平的晶体结构模型——研究人员确定Csy4是一种存在于原核细胞的酶，它能够启动生成CRISPR衍生RNAs (crRNAs)，这种小RNA分子能够靶向并沉默侵入的病毒和质粒。

CRISPR 与RNAi 的区别

目前已经广泛应用的RNAi 技术的靶标是mRNA，而CRISPR 通过RNA 识别DNA 序列然后再改变DNA 序列，是可以遗传的。由于编码mRNA 的DNA 序列只占总DNA 的极少部分，因此靶向DNA 序列的CRISPR 的靶标要比RNAi 广得多，更有可能筛选出针对某DNA 序列的特异CRISPR 靶标。

CRISPR/Cas9特点和缺点：

CRISPR/Cas9的优点是操作简单，对基因组的效率高。需要对某一个靶位点编辑的时候，只需要表达相应的sgRNA即可，不需要对Cas9核酸酶进行改造。它可对任何物种的基因组进行高效率的定向编辑。

1、操作简单，靶向精确性更高。

sgRNA靶向序列和基因组序列必须完全匹配，Cas9 才会对DNA 进行剪切。编码sgRNA的序列不超过100bp，因此比构建TALENs 和ZENs更简单方便，用于CRISPR 的sgRNA识别序列仅需20 个核苷酸。

2、CRISPR/Cas9 系统是由RNA 调控的对DNA 的修饰，其基因修饰可遗传。 3、基因修饰率高，基因调控方式多样，例如敲除、插入、抑制、激活等 4、可实现对靶基因多个位点同时敲除。 5、无物种限制。

6、实验周期短，最快仅需2个月，节省大量时间和成本。

基因组编辑技术的一个缺点是脱靶效应，可能在靶点以外的地方切断DNA，产生indel。

CRISPR-Cas系统三个主要阶段

细菌和古细菌进化出了复杂的CRISPR适应性免疫系统，这一系统可以分成I-III三个类型，至少有11种不同的亚型：从I-A到I-F，从II-A到II-C，以及III-A和III-B。其中Ⅰ类和Ⅲ类需要多种CRISPR 相关蛋白（Cas蛋白）共同发挥作用，而Ⅱ类系统只需要一种Cas蛋白即可，这为其能够广泛应用提供了便利条件。

不过尽管有这些不同，所有的CRISPR-Cas系统都通过三个主要阶段来完成功能：采集，CRISPR RNA(crRNA) 生物合成，靶向干扰。

阶段1：外源DNA采集

外源核苷酸是通过Cas蛋白来识别的，入侵的短片段DNA（30-50个碱基对）被称为protospacers，作为间隔序列插入宿主CRISPR位点中，由重复序列隔开。对于I型和II型系统来说，protospacers来自入侵DNA中两侧出现2-5个核酸结构（PAM，protospacer adjacent motif）的区域。一般protospacers连接在CRISPR 位点的一端，并且后者通过涉及Cas1、Cas2和游离3’-hydroxyls等元件的机制，牵引序列。Protospacer的整合过程中也出现了牵引末端重新序列复制，这可能涉及宿主聚合酶和DNA修复机制。

相关论文解析： Multiple mechanisms for CRISPR–Cas inhibition by anti-CRISPR proteins 研究人员确定了其中三种anti-CRISPR蛋白：AcrF1、AcrF2和AcrF3的功能机制。他们对这些蛋白进行了生物化学及体内研究，证实每一个anti-CRISPR蛋白都通过不同的机制来抑制了CRISPR–Cas的活性。有两个anti-CRISPR阻断了CRISPR–Cas复合物的DNA结合活性，但它们是通过与不同的蛋白质亚基互作，利用了空间或非空间抑制模式来做到这一点的。第三种anti-CRISPR蛋白通过结合Cas3解螺旋酶-核酸酶，阻止其招募到结合DNA的CRISPR–Cas复合物上来起作用。在体内，这一anti-CRISPR可以将CRISPR–Cas系统转变为转录遏制物，首次证实了一种蛋白质相互作用蛋白可以调控CRISPR–Cas活性。作者们认为，这些anti-CRISPR蛋白质不同的序列及作用机制表明了独立的进化，并预示了还存在其他的方式—蛋白质借助于它们改变了CRISPR–Cas的功能。

新研究首次探讨了蛋白质抑制CRISPR–Cas系统的机制。这些多样且不同的机制反映了病毒-宿主军备竞赛深层的进化根源。这些已知和尚有待发现的Anti-CRISPR，将为认识和操控CRISPR–Cas系统提供大量有价值的工具。其中一个例子就是，新研究发现AcrF3通过阻止招募Cas3将CRISPR–Cas系统转变为了一个基因调控因子。由于除了破坏外源DNA，CRISPR–Cas系统来执行着各种功能，许多重要的功能有可能是由与CRISPR–Cas元件互作，

由此改变了这一系统活性的蛋白质来完成。

生物谷推荐的英文原文SnapShot： CRISPR-RNA-Guided Adaptive Immune Systems

阶段2：crRNA合成

CRISPR RNA生物合成在转录之后，生成初级转录产物：pre-crRNA，之后经过加工，又成为一组短小的CRISPR 衍生RNAs（crRNAs），这些crRNAs每一个都包含有对应于之前遇到的外源DNA的对应序列。

CrRNAs导向序列两端是相邻重复序列区域，在I型和II型系统中，这种CRISPR转录产物会被CRISPR特异性核酸内切酶（Cas6 或 Cas5d）切割，切割位点位于重新序列。许多I型系统的重新序列会出现多次，因此Cas6也需要稳定连接在crRNA 3’端茎环上。对于III型系统来说，Cas6则是短暂连接，crRNA 3’端会进一步通过未知的酶处理。

II型系统中，CRISPR RNA加工过程则取决于反式作用 crRNA (tracrRNA)，tracrRNA包含一个重复序列的互补序列，这些双螺旋区域在Cas9出现时可以通过RNase III 进行处理。

相关论文解析：CRISPR-mediated adaptive immune systems in bacteria and archaea.

这篇发表在Annu. Rev. Biochem. 杂志上的文章十分重要，解析了crRNA合成过程，以及其后的靶向干扰中的几个重要步骤，此后也被多人引用。

Development and applications of CRISPR-Cas9 for Genome Engineering

张锋的这篇综述概述了CRISPR/Cas9作为一种平台技术的开发状况以及在基因组编辑方面的应用，也讨论了其存在的一些挑战，以及未来的创新之路。

阶段3：靶向干扰

成熟的crRNAs能指导Cas蛋白靶向互补靶标，靶标序列由专用Cas核酸酶降解，但其靶标降解的机制存在差异。I型和II型系统都可以靶向包含PAM和protospacer互补序列的dsDNA底物。III型系统则不依赖于 PAM作为识别序列，而是通过导向序列延伸至crRNA信号5'handle的核苷酸进行识别（CRISPR位点包含与导向序列，5'handle互补的序列），并阻止靶向切割。

相关论文解析：Co-transcriptional DNA and RNA Cleavage during Type III CRISPR-Cas Immunity

一些数据表明，当病毒入侵细菌细胞时，称作为III型CRISPR-Cas的这一机制会靶向病毒的DNA，阻止它利用细菌的机器来拷贝自身及感染更多的细菌。但另外的一些实验表明，III型CRISPR-Cas只能通过切割病毒RNA来让病毒丧失能力。

洛克菲勒大学的研究人员他们检测了III型CRISPR-Cas对DNA和RNA的切割，结果发现了从前其他人没有得到过的一个关键成分，并发现CRISPR-Cas确实切割了病毒DNA生成的RNA，但它也切割了病毒的DNA。

这种双交叉系统有一些优势。许多的病毒整合到它们感染细胞的基因组中保持休眠状态，不会造成损伤。事实上，这些病毒对于细菌可能是有益的，例如它们携带的毒素帮助了细菌促进自身生存。举例说来，白喉毒素是由一种细菌所分泌，但编码这一毒素的基因却来自于一种病毒。只有在病毒开始将它们的DNA转录为RNA之时才会让它们丧失功能，通过设置这样的要求III型CRISPR-Cas不会损及休眠病毒，使得它们可以继续让宿主细菌受益。

循环关闭

I型系统中，监测复合物中靶向结合会导致Cas3介导的靶向降解（直接干扰）或最初采集，这其中涉及crRNA导向募集Cas3、Cas1 和Cas2到外源DNA处，引起新一轮的快

速采集。

II型系统中虽然未观察到最初采集，但Cas9 也是protospacer筛选的必要元件，这表明在靶向干扰与外源DNA采集之间存在一种功能性联系。近期还有研究发现了编码anti-CRISPRs 蛋白的不同病毒基因，指出了干扰以上不同阶段，能颠覆CRISPRs 系统。

Cas9 specifies functional viral targets during CRISPR-Cas adaptation.

一些证据表明，某些Cas酶（未包括Cas9）自身可以操控记忆形成过程。基于Cas9识别切割位点的方式，研究人员猜测Cas9在记忆形成中也发挥了作用。

除了匹配CRISPR引导序列和病毒DNA，Cas9需要在附近寻找第二信号：病毒DNA中的前间区序列邻近基序( protospacer adjacent motif，PAM)序列。这是一个至关重要的步骤，因为PAM序列的存在阻止了Cas9攻击细菌自身包含记忆的DNA。

为了检验他们的假说，研究人员交换了化脓链球菌和嗜热链球菌免疫系统的Cas9酶，它们各自识别不同的PAM序列。结果，PAM序列跟随着在两种细菌之间发生了交换——表明在记忆形成中Cas9负责了PAM的识别。

Multiple mechanisms for CRISPR–Cas inhibition by anti-CRISPR proteins

实验操作

1、根据靶序列设计 RNA 序列；

设计sgRNA，提供的序列经过blast，优选脱靶效应最低，此外，为进一步提高sgRNA的特异性和降低脱靶效应，提供双切口sgRNA对设计（Figure1）。

Figure 1.Schematic illustrating DNA double-strandedbreaks using a pair of sgRNAs guiding Cas9 D10Anickases (Cas9n).

2、sgRNA表达载体构建，或sgRNA体外转录合成

A、sgRNA表达载体构建（试剂盒Precut SgRNA Cloning kit &pSD-gRNA Plasmid）

质粒pSD-gRNA 专门用于在哺乳动物细胞中表达sgRNA，该质粒含CMV 启动子驱动的GFP 报告基因表达框，与Cas9表达质粒一起转染细胞即可以完成基因组编辑功能。此质粒含氨苄抗性用于阳性克隆筛选，试剂盒提供预剪切线性质粒，可以直接进行连接筛选阳性克隆，降低了酶切质粒不完全导致假阳性克隆的出现几率。 B、sgRNA体外合成。

sgRNA合成纯化试剂盒（T7 sgRNAMICscriptTMKIT&EzOmicsTMRNA QUICK clear KIT）体外转录的sgRNA与质粒表达的sgRNA相比，更简便快捷，省去了质粒构建的步骤，整个操作过程仅需20h（包括过夜孵育）。转录纯化后的sgRNA可直接进行转染及细胞显微注射。 （1）sgRNA合成引物（反向引物设计为固定模式） （2）PCR kit（e.g. pfu DNA polymerase） （3）T7 sgRNAMICscriptTM KIT

（4）EzOmicsTM RNA QUICK clear KIT-------一步纯化RNA 转录产物

简单三步实现sgRNA轻松合成

3、全基因组sgRNA文库的构建（用于全基因范围的基因打靶，构建突变体库） （1）根据物种信息，进行生物信息统计

（2）针对物种的全基因组进行 RNA 序列设计

（3）根据设计结果合成 RNA 或构建sgRNA表达载体库

（4）sgRNA表达质粒和合成的RNA 文库，质粒及RNA 质量分析报告。

4、CRISPR/Cas9 载体

有多种cas9 表达载体及其sgRNA共表达载体，三种不同的突变用于不同的应用，例如双切口敲除、单切口敲除、抑制转录、启动子激活等。

5、sgRNA活性检测

包括SSA luciferase 报告系统、Surveyor 法、Q-PCR、突变点基因测序等 （1） SSA 检测：根据要求检测sgRNA的活性及敲除效率，也可以选购

BiomicsPrecutpSG-target Cloning kit 自行构建报告载体用于检测，提供阳性及阴性sgRNA及其SSA report target 质粒。

检测原理：SSA 报告质粒(pSG-target)中luciferase 基因被终止密码子提前终止，这种截短的luciferase 没有活性。为检测sgRNA的剪切活性，将Cas9/sgRNA的靶点序列插入到终止密码子之后。在Cas9 和sgRNA的作用下，靶点位置的序列被有效剪切形成DSB，细胞通过同源重组重新形成有活性的luciferase（Figure 2），通过检测luciferase 的活性升高就可以反应Cas9/sgRNA的剪切活性（Figure 3）。

Figure 2. Restore disrupted luciferase function via sgRNA-mediated homologous recombination

Figure 3.Increased FL/RL ratio in Cas9/sgRNA transfection cells. （2） Surveyor 法及测序验证

CRISPR/Cas9 打靶基因后引入的突变的方式与ZFN、TALEN 基本一致，都是NHEJ 或是HR。因此在CRISPR/Cas9 的应用中，活性检测或是突变效率的检测可以参照ZFN 和TALEN 方法.主要包括有:靶位点直接PCR 后TA 克隆测序和基于可以识别错配双链的错配内切酶检测法（Surveyor 法）。

Surveyor 法即错配酶法：靶序列经CAS/sgRNA切割后由于缺乏修复模板，将主要以非同源重组的方式进行修复，或多或少会插入或删除一些碱基。因此将靶序列PCR 扩增后经变性、退火，将形成错配。错配酶（主要是CEL1 或T7E1 酶）将识别错配的杂合双链并剪切。产物跑电泳，比较切割条带与未切割条带的比例，即可反映出Cas/sgRNA的活性。

6、稳定表达Cas9 蛋白细胞株筛选（Stable CAS9 Protein expressing cell line screening） 通过抗性基因的筛选，筛选出稳定表达的 Cas9 细胞系。使用该细胞系筛选sgRNA时，不需要额外转染表达Cas9 的质粒，简化试验操作，提高试验的可重复性。

7、利用CRISPR 系统进行基因重组donor 质粒构建

该系统可用于sgRNA剪切效果的检测。与SSA 系统不同的是，需要额外转染donor 质粒进行同源重组，即可恢复mCherry的活性。同时，可根据客户的需要，将特定的基因通过donor 的方法敲入到指定位点，进行基因敲入（敲除）的服务。

新技术改善CRISPR/Cas9系统的准确率

在2013年6月，来自麻省总医院的研究人员发现使用CRISPR-Cas RNA引导性核酸酶的一个重要局限：会在预期靶点以外的位点上生成多余的DNA突变。另有研究直接说明了CRISPR/Cas9存在严重的脱靶性，即该技术可以发生非特异性切割，引起基因组非靶向位点的突变，这样会造成研究结果的不确定性以及研究工作的大量增加，这一问题严重地限制了Cas9 的应用。

1、ChIP-seq方法

在2014年6月，弗吉尼亚大学医学院的研究人员设计出一种方法，可检测风靡科学界的CRISPR/Cas9基因编辑系统中意想不到的副作用，相关研究结果发表在《Nature Biotechnology》。1个月后，中国医学科学院和北京生命科学研究所（NIBS）的研究人员，在《Cell Research》发表的一项研究中，利用一种公正的全基因组ChIP-seq方法，分析了人类基因组中CRISPR/Cas9的结合脱靶效应。新年伊始，美国希望之城贝克曼研究所和浙江大学第一附属医院的研究人员在《Nature Biotechnology》描述了一种新策略，有望帮助科学家检测基因组编辑技术中的脱靶效应。

2、Digenome-seq方法

2015年2月9日，来自韩国首尔大学、首尔基础科学研究所等机构的研究人员在Nature旗下子刊《Nature Methods》发表一项研究，成功证实CRISPR-Cas9在人类细胞中有精确的打靶作用，他们开发出一种强大、敏感、无偏见和具有成本效益的方法——Digenome-seq，可在全基因组范围内检测人类细胞中的CRISPR/Cas9脱靶效应。

在这项研究中，虽然RNA引导的、通过CRISPR-Cas9系统的基因组编辑已经被广泛应用于生物医学研究，但是Cas9核酸酶的全基因组靶向特异性仍然是有争议的。为此，他们提出一种方法Digenome-seq，利用基因组测序查找CRISPR-Cas9可能突变产生的打靶和脱靶序列。他们用Cas9核酸酶在试管中消化人类基因组 DNA，然后进行全基因组测序。这种体外消化可产生打靶和脱靶序列的独特模式，可以通过计算确定。此外，在sgRNA末端添加组成CRISPR-Cas9的鸟嘌呤核苷酸，研究人员成功地制备了这种高度发达的可编程核酸酶，在人类基因组中它没有可测量的脱靶效应。

Jin-Soo Kim表示：―如果CRISPR-Cas9可缩短脱靶的DNA序列，它就可能诱导多余的突变。因为我们成功证实了CRISPR-Cas9的精确度，我们认为，这将推动基因或细胞治疗的发展。‖

研究人员还表示，Cas9核酸酶可能是高度特异性的，从而诱导整个基因组中仅仅几个（而不是数千）位点的脱靶突变，而且Cas9脱靶效应可通过用改性sgRNAs替换―混杂‖单导RNAs（sgRNAs）而得以避免。总而言之，Digenome-seq是一种强大的、敏感的、无偏见的和具有成本效益的方法，可分析编程核酸酶（包括Cas9）的全基因组脱靶效应。

参考文献Digenome-seq: genome-wide profiling of CRISPR-Cas9 off-target effects in human cells

3、CRISPR/Cas9-pDBD

美国麻省大学医学院的科学家开发的新型CRISPR/Cas9技术可以足够精确地在几乎任何基因组的位点处对DNA进行切割，同时还可以避免潜在的在标准CRISPR基因编辑技术中发现的有害的脱靶性改变，近日，研究者通过将CRISPR/Cas9系统同可编程的DNA结合结构域（CRISPR/Cas9-pDBD）相结合，开发出了一种附加的校对步骤，其可以有效改善基因编辑系统的精确性，同时为开发潜在的基因疗法提供希望，相关研究刊登于国际杂志Nature Methods上。

研究者Scot Wolfe博士表示，标准的CRISPR/Cas9系统善于在体外利用单链引导的RNA来对基因组进行切割，理想状况下这种技术可以应用于大部分的基因疗法中，包括对大量细胞进行编辑来尽可能减小对基因组的附带损伤；文章中研究人员给CRISPR/Cas9系统中添加了一种额外的校对步骤，通过将锌指DNA结合结构域融入到CRISPR/Cas9系统中就可以明显改善CRISPR/Cas9系统的精确性，大约可以改善大约100倍的精确性。

如今研究人员正在开发新型的核酸酶平台用于切除感染细胞中潜在的HIV原病毒，同时修饰引发慢性肉芽肿病的遗传突变。文章中科学家们利用人工引导的RNAs来对CRISPR/Cas9进行重编程从而清除哺乳细胞基因组中的特殊序列，也可以在细胞的遗传信息中插入新的片段，因此CRISPR/Cas9系统是一项革命性的医学进步，其可以很容易地对细胞中的基因进行失活的活化操作。

锌指结构域是一种特殊蛋白，其可以被工程化操作结合到基因组的特殊区域中，通过将DNA结合的锌指结构域同RNA引导的CRISPR/Cas9系统结合，研究者就可以开发出一种高效高准确率的新型系统；当前研究中研究小组表示，当将二者结合以后，和靶向作用两个不同基因组位点相关的脱靶切割事件大大降低了，而且脱靶切割事件下降将近10倍。因此研究者表示，将DNA结合结构域同CRISPR/Cas9进行结合或许可以开发出一种新型平台来减少基因疗法给患者所带来的潜在风险。研究者目前正在开发修饰化的Cas9来在造血干细胞中直接修复引发疾病的突变，用来治疗慢性肉芽肿病患者，他们的最终目的就是将正确的细胞再次插入到患者机体中帮助患者恢复机体免疫功能，从而达到疾病治愈的目的。

进展

在过去两年中，共有大约650篇关于CRISPR/Cas9技术的文章发表，这些论文涉及特殊特征的动物模型，基因编辑相关的疾病，还有基因敲入，可逆敲除，基因激活和表达等多方面领域。而且在如HIV，疟疾，癌症等人类疾病中也有应用。

Development and Applications of CRISPR-Cas9 for Genome Engineering

在生命科学研究中，一些可以删除、插入和修饰细胞或生物体DNA序列的技术，使得阐析特异基因和调控元件的功能成为可能。多重编辑可进一步实现在更大的规模上调查基因或是蛋白质网络。同样，操控转录调控或是特异位点的染色质状态可以揭示出细胞内遗传物质的组织和利用机制，阐明基因组结构与功能之间的关系。

在生物技术中，精确地操控遗传构件和调控机器还可以推动逆向操控或重建有用的生物系统，例如在工业相关的生物体中提高生物燃料生产信号通路或是构建出抗感染的作物。此外，基因组工程学正在推动新一代的药物研发和医药治疗。同时干扰多个基因可以模拟出作为复杂多基因疾病基础的累加效应，促成新的药物靶点，而基因组编辑则可以在人类基因治疗的背景下直接纠正有害突变。

真核生物基因组包含数以亿计的DNA碱基，因此难于对其进行操控。开发出借助同源重组（HR）的基因打靶技术是基因组操控取得的一个突破。通过操作具种系嵌合能力（germline competent）的干细胞，HR介导的基因打靶促进了生成敲进和敲除动物模型。然而，尽管HR介导的基因打靶可高度精确地改变遗传序列，但目的重组事件的效率却非常低下，给大规模应用基因打靶实验带来了巨大的挑战。

为了克服这些挑战，近年来开发出了一系列基于核酸酶的可编程基因组编辑技术，使得能够靶向性地、高效地改造多种真核生物，尤其是哺乳动物物种。在当前的基因组编辑技术中，发展最快的就是一类称作为Cas9的RNA引导核酸酶，其来自于细菌的适应性免疫系统CRISPR,借助于短RNA分子的引导Cas9可以轻易地靶向几乎所有的基因组选择位点。

CRISPR-Mediated Modular RNA-Guided Regulation of Transcription in Eukaryotes 研究人员指出CRISPR技术可以用于真核细胞转录调控研究，CRISPRi可以作为真核细胞基因表达精确调控的一种通用工具。

此前这一研究组发现当缺失核酸内切酶活性的Cas9与一种导向RNA共表达时候，会产生一种DNA识别复合物，这种复合物能特异性干扰转录延伸，RNA聚合酶结合，或转录因子结合。研究人员将这个系统称为CRISPR干扰（CRISPRi），指出这一系统能有效抑制大肠杆菌中靶向基因的表达，并且不会出现脱靶效应。而且利用CRISPRi，还可以同时抑制多个靶基因，这种作用也是可逆。

在这一基础上，研究人员进一步发现在不同的调控功能元件的效应位点，加入dCas9，能促进其稳定和有效转录的抑制或激活，这一点在人类和酵母细胞中都得到了证实。同时将dCas9耦合到转录抑制结构域还能极大的增强多个内源性基因的表达沉默。此外研究人员还利用RNA-seq分析表明，CRISPR干扰（CRISPRi）介导的转录抑制特异性很高。

这些研究数据均表明，研究人员建立的CRISPR系统可以作为一个模块化，灵活的DNA结合平台，用于针对靶向DNA序列蛋白召集，这也表明CRISPRi可以作为真核细胞基因表达精确调控的一种通用工具。

One-Step Generation of Mice Carrying Reporter and Conditional Alleles by CRISPR/Cas-Mediated Genome Engineering

这项研究实现了一步操控小鼠基因组纳入了报告基因和条件性等位基因，现在生成包含如此复杂工程等位基因的动物只需数周而非数年的时间，并可利用这些动物来构建疾病模型及研究基因功能。

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本文来源：https://www.bwwdw.com/article/nbup.html