神经干复合动作电位与骨骼肌收缩的关系

综合性实验

实验一 神经干复合动作电位与骨骼肌收缩的关系

【实验目的】

利用蟾蜍的坐骨神经干-腓肠肌标本，采用PowerLab多通道同时记录的优点，通过生物电放大器引导并记录神经干复合动作电位；使用机械-电换能器来获得骨骼肌的收缩曲线，两者对照，分析其产生的机制和特点。

【实验原理】

骨骼肌纤维受运动神经纤维的控制，神经纤维受到刺激后，其兴奋延神经纤维以动作电位的形式传导到相应的肌纤维，通过兴奋—收缩耦联，引起肌纤维收缩或舒张。神经纤维的兴奋表现为细胞膜上的生物电——动作电位的产生和传导，随后，肌细胞产生收缩，反映在张力和长度的变化上，两者产生的机制和表现形式均不相同。

【实验动物】 蟾蜍

【药品与器材】

蛙手术器械，PowerLab 8S主机，张力换能器，生物电放大器，桥式放大器，铁架台，肌槽，任氏液。

【实验步骤】 1．标本制备：

蟾蜍坐骨神经标本制备方法参见P19的蟾蜍神经肌肉标本的制备，标本浸在任氏液中约5 min，待其兴奋性稳定后实验。

2．仪器装置及程序设置 （1）连接仪器（图6-1）。

坐骨神经肌动器 干 机-电换能器 腓肠肌 S1 S2 R1 R2 R3 生物电放大器 PowerLab 桥式放大器 网 络 打 印 机 计 算 机

图6-1 神经干复合动作电位与骨骼肌收缩实验框图

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其中，S1 和S2为刺激电极，与PowerLab的output I相连，R1和R 2为记录电极，与生物电放大器相连，R 3为接地电极。

（2）参数设置：启动计算机，打开PowerLab主机电源，在桌面上单击Chart5图标，进入Chart应用程序窗口。

1）选择采样速度为40 K/s，显示比例为500:1。

2）在Channel 1显示神经干复合动作电位。生物电放大器参数设置参见P35的放大器参数设置。Range 为5～10mV，High Pass 为0.3～10Hz，Low Pass为1 KHz。选50Hz Notch来抑制交流干扰。

3）在Channel 2显示区域，显示骨骼肌收缩曲线。桥式放大器参数设置参见P35的放大器参数设置。Range为200 mV， Low Pass为100 Hz。如果在Bridge Amplifier设置对话框左侧的信号显示窗口中看不到输入信号，可用鼠标左键单击右侧的zero按钮，系统自动调整输入信号的零位。单击Bridge Amplifier设置对话框下方的units按钮，进入Units Conversion(单位转换）对话框。单位转换的方法参见P36信号幅度范围的设置和单位的转换。

4）在Channel 3显示区域，显示刺激方波。在刺激参数设置对话框下方的Stimulator Marker框中选取Channel 3。刺激设置方法参见P39的刺激输出的设置。设置完毕后，单击菜单栏的setup，选取stimulator panel，弹出Stimulator Panel（刺激面板），在实验中可以方便地由刺激面板来设置刺激频率、幅度和波宽等参数。

①单次刺激：设置Mode为Pulse，单击Hz选项，Frequency 取1 Hz，Pulse Duration选0.1 ms。选中Set number of pulse选项，在Number中键入1，表示一次刺激输出1个刺激方波。Output Range为10 V ，Amplitude为0，然后可在实验中逐渐增大刺激强度。

②双次刺激：设置Mode为Pulse，单击Hz选项，Frequency 取1 Hz，Pulse Duration选0.1 ms。选中Set number of pulse选项，在Number中键入2（双刺激）。Output Range为10 V，Amplitude选择最大刺激强度。在实验中通过Stimulator Panel(刺激面板)逐渐增大Frequency（刺激频率）。

③多次刺激：Frequency 取1Hz，Pulse Duration选0.1ms。选中Set number of pulse选项，在Number中键入8，其余参数同上。实验中通过Stimulator Panel逐渐增大Frequency(刺激频率），使骨骼肌收缩表现为单收缩、不完全强直收缩和完全强直收缩。

实验中如要对标本进行刺激，应先用鼠标左键单击开始/停止切换按钮，程序开

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始采样记录，然后单击刺激面板的Stimulate按钮，即可产生刺激输出，同时Channel 3（3通道）显示刺激方波。

（3）连接装置：把坐骨神经-腓肠肌标本固定在肌槽上，用丝线把腓肠肌与换能器相连。

3．观察项目

（1）神经干复合动作电位和骨骼肌单收缩与刺激强度的关系：单次刺激，逐渐增大Stimulator Panel中的刺激强度，记录神经干复合动作电位（分辨刺激伪迹和复合动作电位）和腓肠肌的收缩曲线随刺激强度的增大而变化，并记下波宽0.1 ms时的阈刺激和最大刺激强度数值。

（2）以最大刺激强度单次刺激标本。测量神经干复合动作电位以及腓肠肌单收缩的潜伏期、时程和幅值，测量方法参见P43的实验数据的计算、分析和统计。比较神经干复合动作电位和腓肠肌单收缩的潜伏期、时程和幅度的差异。

（3）记录骨骼肌的收缩期复合和舒张期复合的曲线：双次刺激标本，逐渐增大Stimulator Panel中的刺激频率，使第二次刺激分别落在第一个收缩波的舒张期和收缩期。注意观察收缩产生复合的同时神经干复合动作电位有何变化？

（4）记录骨骼肌的不完全强直收缩和完全强直收缩的曲线：多次刺激标本，逐渐增大Stimulator Panel 中的刺激频率，使骨骼肌的收缩表现为不完全强直收缩和完全强直收缩。

（5）打印上述实验结果。打印方法参见P45的实验数据的打印。 【注意事项】

（1）分离坐骨神经时，避免过度牵拉神经，绝对不允许用手或镊子夹神经。 （2）股骨要牢固地固定在肌槽的小孔中。

（3）坐骨神经要与刺激电极和记录电极紧密接触，但不要损伤神经。 （4）防止神经、肌肉标本干燥，需经常在神经和肌肉上滴加任氏液，防止标本干燥。

（5）长时间刺激标本可能使骨骼肌的收缩能力下降，因此每个步骤后应让肌肉休息片刻。

（6）把腓肠肌悬挂在换能器上的丝线应松紧适中，不要过长并和换能器平面保持垂直。

（7）实验的采样速度较快，为避免过度消耗硬盘和内存，不要长时间记录。

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（8）为了精确测量神经干复合动作电位和骨骼肌单收缩的时程和幅度，可用Zoom Window来放大所需测量的区域。

【思考题】

1．为什么骨骼肌收缩时可以发生收缩波的复合，而引起骨骼肌收缩的动作电位却没有复合现象？

2．如何区别动作电位和刺激伪迹？

3．为何在双次刺激时，后一个动作电位会随两次刺激间的时间间隔缩短而减小，直至消失？

实验二 三种作用于传出神经系统的未知药物的初步辨别

【实验目的】

1．通过药物辨别实验，初步学习药理实验设计的思路及方法。

2．深入掌握三个重要的传出神经系统药物的作用特点，加深对?、?肾上腺素受体激动药和阻断药药理作用的理解。

3．观察酚妥拉明对肾上腺素的心血管作用的影响，掌握“肾上腺素作用的翻转”的概念及意义。

【实验原理】

肾上腺素、去甲肾上腺素、异丙肾上腺素分别作用于相应 ? / ?、?或?肾上腺素受体，产生心、血管效应。此效应可被?或?受体阻断药所阻断。酚妥拉明为?受体阻断药，能阻断血管收缩有关的?肾上腺素受体，而与血管舒张有关的?肾上腺素受体未被阻断，可将肾上腺素的升压作用翻转为降压作用。

《设计提示》

现有未贴标签的3个肾上腺素受体激动药（肾上腺素、去甲肾上腺素、异丙肾上腺素，0.5 ml/kg，静脉注射），请用α受体阻断药0.1%甲磺酸酚妥拉明（0.5 ml/kg，静脉注射）和β受体阻断药0.1%盐酸普萘洛尔（0.3 ml/kg，静脉注射）作为工具药，自行设计给药方案和顺序，以鉴别这3个药各为何药。

【实验动物】 家兔，体重2.5~3 kg

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【药品与器材】

3%戊巴比妥钠溶液、肝素、0.1%甲磺酸酚妥拉明溶液、0.1%盐酸普萘洛尔溶液、生理盐水、0.001% A溶液、0.001% B溶液、0.002% C溶液

兔板、PowerLab系统、血压换能器、心电图导联线、止血钳×4、手术剪刀、眼科剪、动脉夹、动脉套管、注射器、丝线、线绳、纱布块

【实验步骤】 1．麻醉与固定

家兔称重，用3%戊巴比妥钠1 ml/kg静脉注射麻醉，背位固定于手术台上。 2．手术

剪去颈部兔毛，在颈正中纵行切开皮肤，在气管一侧分离颈总动脉（3~4 cm），丝线结扎远心端，动脉夹夹住近心端，在远心端结扎部位下方约0.3 cm处剪一斜形小口，朝向心方向插入充满肝素溶液的动脉套管，用丝线结扎固定。将动脉插管另一端接到血压换能器上，并连接到PowerLab主机第1通道上（channel 1，显示Bridge Amplifier选项）。放开动脉夹后，见波动扫描曲线。

3．电极连接

在家兔的右上肢、左右下肢末端皮下插入针状电极，II导联ECG连接：家兔右上肢连接负极（NEG），左下肢连接正极（POS），右下肢连接地线。将电极连接到生物电导线上并通过生物电放大器连接到PowerLab主机第5通道上（channel 5，显示Bio Amplifier选项）。

4．参数设置与观察

使用Chart软件，channel 1选项为“血压”， channel 5选项为“心电图”。 建议：首先描记一段正常动脉血压、心电图曲线，缓慢注射所提供的0.001%Ａ药，或0.001%Ｂ药，或0.002%Ｃ药，按0.5 ml/kg给药，观察动脉血压及心电图曲线的变化。

待血压恢复正常后，或注射0.1%甲磺酸酚妥拉明0.5 ml/kg，或注射0.1%盐酸普萘洛尔0.5 ml/kg。10 min后，再注射Ａ药，或Ｂ药，或Ｃ药0.5 ml/kg，观察血压及心电图变化。

【注意事项】

（1）手术过程应尽量减少出血，以免引起血压降低。 （2）分离颈动脉时动作要轻柔谨慎，不可损伤神经组织。

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【思考题】

1．请说明你的实验设计依据。

2．比较三种肾上腺素受体激动药对血压、心脏的作用特点。给不同肾上腺素受体阻断药后，三种药物作用的变化有何不同？

实验三 M胆碱受体系列实验之一

? 有机磷酸酯类中毒、解救及胆碱酯酶活性测定

【实验目的】

通过对有机磷酸酯类中毒的症状以及阿托品和解磷定的解救作用的观察，从整体水平和分子水平了解内源性神经递质-乙酰胆碱对M胆碱受体的作用。

【实验原理】

有机磷酸酯类通过难逆性抑制胆碱酯酶活性，使内源性递质乙酰胆碱在体内堆积，产生中毒症状，由于乙酰胆碱作用的广泛性，其症状表现多样化，轻者以M样症状为主，中度者可同时有M、N样症状，重度者还可出现中枢症状。M受体阻断药阿托品能解除有机磷酸酯类中毒的M样症状，而胆碱酯酶复活药解磷定可复活胆碱酯酶，恢复其水解乙酰胆碱的能力，对M及N样症状均有效。两者合用可提高解毒效果。

有机磷酸酯类中毒程度及胆碱酯酶复活药解救疗效亦可通过测定胆碱酯酶活性的变化来反映。血及组织中胆碱酯酶使乙酰胆碱水解成胆碱和乙酸，未被分解的剩余乙酰胆碱与羟胺作用生成乙酰羟胺，再与铁离子在酸性溶液中形成棕色复合物，根据颜色深浅推算出酶的活性。

【实验动物】

家兔，体重2.5～3.0kg。 【药品与器材】

0.5%硫酸阿托品溶液、2.5%碘解磷定溶液、1%敌敌畏溶液、胆碱酯酶测定药盒。 兔盒、注射器（1ml×4、2ml×3、10ml×1、抗凝试管×3、非抗凝试管×5、干棉球、酒精棉球、砂轮、小烧杯、250?l加样器、加样器吸头、记号笔。

【实验步骤】 1．称重与观察

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家兔称重，观察并记录活动情况、呼吸（频率，有无呼吸困难）、瞳孔大小、唾液分泌、大小便、肌张力及有无肌震颤等。

2．正常血样采集

用酒精棉球擦试兔耳外缘静脉，当其充血明显时，用剪刀横断耳缘静脉使血液（0.5～1.0ml）自然流入试管（试管内预先滴入2滴肝素，自然干燥后备用）中，并轻轻地振荡试管，防止凝血。供测正常胆碱酯酶活性。

3．动物中毒模型复制与血样采集

给兔肌肉注射1%敌敌畏0.6ml/kg，观察并记录中毒症状。待中毒症状明显时，依上法采血供测中毒后胆碱酯酶活性。然后，立即静脉注射阿托品0.3 ml/kg和碘解磷定2.7 ml/kg，观察并记录中毒症状有何变化，在症状改善明显时，再次采血，供测给解救药后胆碱酯酶活性。 ．

4．胆碱酯酶活性测定

1）将以上试管内的血样离心 (3500rps/min)10min，取血浆50?l，测定胆碱酯酶活性。

2）取5支试管，按下列步骤加样（表6-1）：

表6-1胆碱酯酶活性测定加样顺序

血浆样品（ml） 蒸馏水（ml） 8?mol/ml乙酰胆碱应用液（ml） 试剂一（ml） 测定管×3 0.05 － 0.25 0.5 对照管 － 0.05 0.25 0.5 空白管 － 0.3 － 0.5 混匀，37℃水浴20min 试剂三（ml） 试剂四（ml） 试剂五（ml） 试剂六（ml） 1.0 0.5 0.25 0.5 1.0 0.5 0.25 0.5 1.0 0.5 0.25 0.5 混匀，离心（3000～3500rps/min）10min，取上清，于520 nm处比色，测定吸收度（A）。

①单位定义：1 ml血浆在37℃和底物作用20 min，分解1?mol乙酰胆碱为1U。

CHE活力(u/ml)＝A对照－A测定1?8*?A对照- 7 - 0.05** ②计算公式：

（*标准品浓度为8?mol/ml；**取样量为0.05 ml。）

【统计与处理】

以全班结果（CHE活性，U/ml）作配对t检验，检验敌敌畏中毒后与中毒前、用解救药物后与中毒时有无显著性差异。

【思考题】

1.测定胆碱酯酶活性有何意义？ 2.从本实验结果分析乙酰胆碱的作用。

实验四 M胆碱受体系列实验之二

?M胆碱受体激动药和阻断药对大白鼠离体空肠的作用

【实验目的】

通过离体器官实验，观察药物对M胆碱受体的激动作用和竞争性拮抗作用，加深理解受体的亲和力、内在活性概念以及受体动力学参数KD、pD2、Emax及pA2的计算和意义。

【实验原理】

M胆碱受体激动药卡巴胆碱能剂量依赖性地激动肠管平滑肌上的M胆碱胆碱受体，产生平滑肌收缩效应，M胆碱受体阻断药阿托品可竞争性拮抗卡巴胆碱对M胆碱受体的激动作用。通过累积剂量效应曲线，以及曲线直线化方法，可求得受体动力学常用参数。

【实验动物】

雄性大白鼠，体重300 g左右。 【药品与器材】

卡巴胆碱（mol/L）：10-6、10-5、10-4、10-3、10-2 阿托品（mol/L）：3?10-7

Kreb?s液：NaCl 6.6g、无水CaCl2 0.28g、KCl 0.35g、MgSO4?7H2O 0.294g、KH2PO4 0.162g、NaHCO3 2.1g、葡萄糖2.0g，加蒸馏水至1000ml。

离体器官浴池及恒温装置、PowerLab系统、混合气体（95％O2＋5％CO2）、负荷500 mg、加液器、培养皿、缝针、线、眼科镊子、剪刀。

【实验步骤】

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1．离体肠肌的制备

猛击大白鼠头部至昏，立即剖开腹腔，自胃向下约20公分处开始剪取空肠一段，迅速置于Kreb's液中。小心修去肠系膜，用吸管吸取Kreb's液缓慢冲洗肠内容物；将空肠段分割成2 cm的小段备用，然后用缝针在肠段两端各穿一根线，作为固定肠肌之用。

2．实验装置

将制成的标本一端固定于通气钩上，另一端连接于肌力换能器并接入PowerLab系统的桥式放大器上，浴池内放20ml Kreb's液，加500mg负荷，恒温37?1?C，浴池内持续通入95％O2与5％CO2的混合气体。

3．累积剂量－效应曲线的制作

实验装置完毕以后，打开PowerLab系统，按“操作指南”设置参数： （1）选择channel 1 （2）记录速度10 /s

（3）Bridge Amplifer中“rang”选择20 mv，“Low Pass”选择50 Hz （4）调零“zero”

描记肠肌收缩曲线，待收缩基线平稳后，按下列（表6-2）次序在浴池中加入预先配好的不同克分子浓度的卡巴胆碱。

表6-2 累积剂量法加药顺序

累加次序 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 药液浓度（mol/L） 10-6 10-6 10-5 10-5 10-4 10-4 10-3 10-3 10-2 10-2 药液的毫升数（ml） 0.2 0.4 0.14 0.4 0.14 0.4 0.14 0.4 0.14 0.4 - 9 -

每L中累积剂量 （?mol） 0.01 0.03 0.1 0.3 1 3 10 30 100 300 随药液的依次加入，浴池内药物浓度不断提高。每加入一个剂量后，约经数秒钟肠肌的收缩达高峰。应在高峰未下降前，迅速加入下一个剂量。当反应到一定高峰，再递增剂量，效应不再增加，此时的效应为最大效应。

4．阿托品拮抗卡巴胆碱的剂量－效应曲线的制作

放去浴池中的液体，用Kreb's液冲洗三次，以后每隔10min冲洗一次，共冲洗三次，再加入Kreb's液至20ml。待收缩基线平稳后，加入阿托品10－7 mol/L 0.6ml（实际浓度3×10-9 mol/L），孵育15min，再按“方法3”依次加入不同浓度的氨甲酰胆碱，便可得到有拮抗剂时氨甲酰胆碱的累积剂量效应曲线，此时拮抗剂（阿托品）摩尔浓度的负对数即pAx。

【统计与处理】

1．绘制累积剂量效应曲线

取方格纸，以肠肌收缩幅度（mv）作为纵坐标即效应（E），以药物对数浓度（lg C）为横坐标，绘制量效曲线。

KD值即达到50％最大效应时，在横坐标上所对应的药物浓度。

药物的最大效应（Emax）即曲线的高度。当比较同类药物的Emax时，即比较曲线的高度（肠肌收缩最大幅度）。

2．直线回归（LR）计算参数

为了正确求得各参数，必须将曲线直线化。可按D/R式（改良Lineweaver－Burk式）使剂量效应曲线直线化。

[D]KD1??[D]EEmaxEmax (y) (a) (b) (x)

式中：D为药物剂量（浓度），E为某一剂量的效应，KD为药物的解离常数，Emax为药物的最大效应。

以[D]/E为纵坐标，[D]为横坐标进行直线回归。

截距a?KDEmax按直线公式y = a + bx，则

－Log KD 即pD2

斜率b?1Emax- 10 -

b根据公式pA2 = pAx + log (x-1)，式中pAx为拮抗剂摩尔浓度的负对数，x为用拮抗剂后与用拮抗剂前KD之比。

附1：KD、pD2、Emax和pA2的意义：

（1）KD值与效价强度（potency）：药物与受体结合的能力为亲和力（affinity），常以1/KD代表。KD为药物受体相互作用当反应达到平衡时的解离常数，KD也是使50％受体成结合受体的药物浓度，KD值越大，则药物和受体的亲和力越小。药物和受体结合后，通过一系列生化反应最后产生效应（如肠肌收缩）；达到一定效应的相应剂量叫做药物作用的效价强度。药物受体结合，所产生的效应和剂量成线性关系时，其KD值即1/2 Emax时的药物浓度[D]，亦即效价强度。

（2）pD2：为激动剂产生最大反应的50％（1/2 Emax）的摩尔浓度负对数，即KD的负对数，所以pD2 = －LogKD。pD2代表激动剂的亲和力。

（3）最大效应 (Emax) 和内在活性：Emax可代表药物的内在活性或效能（efficacy），不同药物作用于同一受体，即使加大剂量，其Emax值大小不同，可比较其内在活性(?)大小，完全激动剂?=1，部分激动剂0

pAx反映拮抗药的拮抗效能，表示在[B]浓度的拮抗药存在时，激动剂需要加大X倍浓度才能达到未加拮抗药的效应。

【注意事项】

（1）悬挂肠管时，不要过度牵拉肠管，肠管及连线勿紧贴浴管壁。 （2）加药时不要将药液滴在连线上，应直接滴在液面上。

（3）水浴箱应保持在37?1?C，浴池内营养液的容积在洗涤标本前后要保持一致。 （4）为了正确地制作累积剂量反应曲线，应在对某剂量的反应到最大后立即给

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Emax?Ka?D?Emax?KDbEmax1予下一个剂量，但若前一个剂量达到最大反应后慢慢观察再加下一个剂量，则反应曲线难予累积，故可稍微提前一点加入下一个剂量。

【思考题】

1．与整体实验比较，离体实验有何优点？

2．简述量效曲线的特征以及受体动力学参数KD、pD2、Emax、pA2的意义。

实验五 M胆碱受体系列实验之三

【实验目的】

了解M胆碱受体亚型分析的常规方法。 【实验原理】

受体亚型分析是受体药理学研究热点。根据所采用技术方法的不同，M受体有两种分型：分子生物学分型和药理学分型。分子生物学分型则根据M受体基因编码五种受体蛋白质，分别表示为m1、m2、m3、m4、m5。药理学分型是根据各拮抗剂对不同受体亚型具有不同的亲和力来进行区分的，包括M1、M2、M3、M4四型，分别对应于分子生物学分型m1、m2、m3、m4，尚未找到与m5相对应的药理学分型。采用分子克隆技术，分别将人的m1～m5五种亚型的cDNA插入表达载体，并转导至本身不表达或少表达M受体的细胞（如中国仓鼠卵巢细胞，CHO细胞）中，形成仅表达一种M受体亚型的细胞株，然后，用受体放射配基结合试验和受体后信使或功能变化来研究M受体亚型选择性的药物。

另外，采用富含不同M受体亚型的组织，结合亚型特异性M胆碱受体阻断药区分受体亚型仍是常规方法。例如豚鼠回肠平滑肌富含M３受体，心房富含M２受体，而大鼠上颈交感神经节、家兔的输精管富含M1亚型受体。以M１受体分型为例，用M受体激动药刺激神经标本可记录到神经标本的动作电位。用不同M1、M2亚型的特异性的阻断药pirenzepine和gallamine作用于标本后，再观察M受体激动药引起动作电位的变化，可用于区分M１受体的亚型介导作用。组织水平的受体分型条件要求相对不高材料易于获得，结果重复性好。相对于采用转人受体基因的细胞而言，可观察到受体相互作用。

【实验动物】

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大鼠，体重150~250g。 【药品与器材】

M受体激动药：carbachol (1?M)；

M1受体阻断药：pirenzepine（300nM~1?M）； M2受体阻断药：gallamine（10?M）； M受体阻断药：atropine：30?M。 CaCl2（0.1 mM）

缓冲液（mM）：NaCl 125；KCl 5；KH2PO4 1；CaCl2 2.5；MgSO4 1；NaHCO 25；葡萄糖10。PowerLab系统、三腔室离体标本盒、解剖器械一套、手术剪刀、眼科镊子、止血钳、棉花签。 【实验步骤】 1．手术与分离标本

（1）猛击大鼠胸部至其昏迷，切开颈部皮肤，分离出上颈交感神经节，并取出置于充满缓冲液的表面皿中。

（2）用棉签轻轻地擦一下神经标本，以去除神经鞘。之后立即将标本浸入标本盒（标本盒内充满营养液，并持续通入95％O2~5％CO2混合气体，标本盒恒温25?C）。离体神经主干置于标本盒中央室。

2．连接装置

接通PowerLab系统，进行仪器的定标：0.2 mv/10min。记录无刺激时神经动作电位。

3．观察与记录

（1）用M受体激动药carbachol (1 ?M) 刺激神经标本1 min，使神经标本极化，并记录之。

（2）用M受体激动药之后，间隔10 min给予M1受体阻断药pirenzepine（300nM~1?M），孵育30 min后重复给予M受体激动药carbachol (1 ?M) 。并记录神经动作电位。

（3）洗涤三次神经标本，每次间隔5 min，待标本稳定后再次给予M受体激动药，间隔10 min给予M2受体阻断药gallamine（10?M）；孵育30 min后重复给予M受体激动药carbachol (1?M)，并记录神经动作电位。

（4）再次洗涤三次神经标本，每次间隔5 min，待标本稳定后再次给予M受体

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激动药，间隔10 min给予M受体阻断药atropine（30 ?M），孵育30 min后重复给予M受体激动药carbachol（1 ?M），并记录神经动作电位。

【统计与处理】

记录用不同的药物后神经标本的电位变化，以全班结果作分组检验，检验各组之间有无显著性差异。

【思考题】

受体亚型的区分有何药理学意义？

实验六 局麻药的麻醉作用及毒性比较

一、表面麻醉 【实验目的】

比较普鲁卡因和丁卡因的表面麻醉作用强度。 【实验动物】 家兔。

【药品与器材】

1%盐酸普鲁卡因滴眼剂、1%盐酸丁卡因滴眼剂。 脱脂棉花少许、中式剪刀。 【实验步骤】

剪去家兔双眼的眼睫毛，用细棉花条轻触两眼角膜之上、中、下、左、右五点，观察并记录正常眨眼反射情况，记录方法以分母为测试次数，分子为眨眼次数（如2/5）。然后双眼分别滴入不同药液各三滴（即左眼滴普鲁卡因，右眼滴丁卡因）。滴药时将下眼睑拉开、使成袋状，并按住内眦，药液应在眼睑内保留一分钟。滴药5分钟后，再用相同的方法测试一次。

二、蛛网膜下腔阻滞麻醉（腰麻） 【实验目的】

观察蛛网膜下腔阻滞麻醉的表现。 【实验动物】 雄性家兔。

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【药品与器材】 2%盐酸普鲁卡因溶液。

酒精棉球少许、中式剪刀、注射器2ml×1、7号针头×1。 【实验步骤】

观察正常家兔的步态。把动物背部拱起，于第七腰椎间隙注入2%盐酸普鲁卡因0.3ml/次。刺中蛛网膜下腔时，可感觉动物跳动。观察注射后动物的步态。

三、两种局麻药的毒性比较 【实验目的】

比较两种局麻药的毒性作用 【实验动物】 小白鼠

【药品与器材】

1%盐酸普鲁卡因溶液、1%盐酸丁卡因溶液、苦味酸。 天平、注射器1 ml×2、5号针头×2、鼠笼。 【实验步骤】

取健康小白鼠2只，称重。甲鼠腹腔注射1%普鲁卡因0.1ml/10g，乙鼠腹腔注射1%丁卡因0.1ml/10g，观察注射后小鼠的反应情况。

【统计与处理】

全班结果采用直接概率法计算P值，检验两用药组之间是否有显著性差异。 【注意事项】

（1）每次刺激强度应一致，刺激物应从侧面达到角膜，以免动物看到实验者的手而眨眼。

（2）药物在结合膜囊内停留的时间长短两眼应一致。 【思考题】

1．作为表面麻醉药应具备什么条件？

2．比较普鲁卡因和丁卡因的药理作用和临床应用的特点。

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实验七 抗癫痫药的电惊厥作用辨别及药效测定

【实验目的】

用电惊厥法制作癫痫大发作模型。自行设计实验方法及步骤，以观察药物的作用并初步掌握实验设计的基本原理和计数资料的统计方法。

【实验题目】

现有两瓶未贴标签的药物分别为1%苯妥英钠溶液和生理盐水，请设计一实验，写出该实验的方法、操作步骤、注意事项及实验报告。并综合全班实验结果以鉴别哪一瓶药为苯妥英钠。

【实验动物】

小白鼠，体重18~22g。 【药品与器材】

1%苯妥英钠溶液、生理盐水。

天平、药理生理多用仪、注射器1ml×2、小烧杯。 【实验步骤】 《电惊厥法》

1．药理生理多用仪调试

“频率”旋钮拨到单次，“波宽”旋钮置0.6ms档，微调开关拨向×500，电压旋钮置100～120V。

2．动物模型制作

将小鼠双耳间的皮肤沾水涂湿，用药理生理多用仪上的鳄鱼夹夹住小白鼠的双耳，打开电源开关，通电刺激，观察小鼠是否产生潜伏、强直、阵挛、恢复四期症状，以四肢强直为惊厥指标。

【注意事项】

（1）为了保证良好的导电，双耳皮肤或夹子要沾水。 （2）筛选病理模型小鼠时的“四期”症状要明显。 （3）实验设计经过充分思考、论证后方可实施。

（4）1%苯妥英钠溶液腹腔注射0.1ml/10g，生理盐水等容量腹腔注射。 【思考题】

1．筛选癫痫大发作模型的标准是什么？

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2．苯巴比妥可用于哪些类型的癫痫？其原理是什么？

实验八 氯丙嗪对小白鼠激怒反应的影响

【实验目的】

观察氯丙嗪的安定作用。 【实验原理】

氯丙嗪可通过阻断动物中脑-边缘系统和中脑-皮质通路中的D2受体，而发挥安定和镇静作用，使动物对外界刺激（如声、光、电刺激）反应性降低，反应时间延长。

【实验动物】

雄性小白鼠，体重30 g左右。 【药品与器材】 0.1％盐酸氯丙嗪溶液。

天平、药理生理多用仪、激怒反应箱、注射器1 ml×1、砂皮。 【实验步骤】

1．药理生理多用仪调试

（1）将后面板上的开关拨向“开”，并将调节交流电输出的旋钮置于100V左右。 （2）将交流电输出线插进“交流输出”插座中，其另一端两鳄鱼夹分别在激怒箱旁的红、黑色接线头上。

（3）将前面板上的“频率”旋钮置1Hz，“波宽”旋钮置0.6 ms档，微调开关拨向×500 （4）一切就绪后，插上电源，开启开关。 2．动物筛选

将两只小白鼠置于激怒箱中，开启电源开关，通电刺激，选出咬斗的小白鼠1对，并记录引起激怒反应的时间；若3min仍不咬斗，更换新鼠，重新筛选。

3．给药

分别称动物体重，腹腔注射氯丙嗪0.1ml/10g。 4．观察

给药后20min，再将动物置于激怒箱中，用原电压、原频率刺激，观察并记录用药前后发生激怒反应时间的变化。

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【统计与处理】

以全班实验数据（激怒反应时间，秒）作配对t检验，比较用药前后有无显著性差异。

【注意事项】

（1）尽量选用体重近似的一对动物。体重30g左右为宜。动物应分两笼饲养。 （2）用药前后的刺激电压与频率一致。刺激电压过低，不引起激怒；过高会使小鼠逃避，激怒反应不典型。

（3）用药前，开始咬斗出现后，即停止刺激；用药后，观察咬斗反应的时间不宜过长，以3min为限。以免动物过度疲劳，影响实验结果。

（4）多用仪的电源输入插头勿与输出线插头混淆，二者插错将损坏机器。 （5）实验前用砂纸擦清导电铜丝，并随时清除铜丝上的大便，以免影响导电。 （6）小鼠激怒反应为：小鼠竖立，两前肢离地对峙，互相撕咬。

【思考题】

中枢神经系统中的四条主要的DA能神经通路是什么？氯丙嗪对其影响如何？

实验九 不同因素对离体心脏活动的影响

【实验目的】

运用离体心脏灌流的方法，通过多通道记录仪(PowerLab系统)观察灌流液中离子浓度变化对心肌收缩功能、心率和心电图的影响。

【实验原理】

细胞膜离子通透性的变化以及由此而出现的离子顺浓度差的跨膜扩散是可兴奋细胞产生生物电活动的根本原因。因此心肌细胞膜外离子浓度的改变，对心肌细胞的生物电活动和生理特性必然会产生明显的影响。

【实验动物】 蟾蜍

【药品与器材】

蛙手术器械，PowerLab 8S主机，张力换能器，生物电放大器，桥式放大器，铁架台，蛙心插管，蛙心夹，任氏液，0.65% NaCl，3% CaCl2，0.625mg/ml异搏定，0.5

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mg/ml心得安，1% KCl，1:10,000肾上腺素溶液，1:10,000乙酰胆碱溶液， 1:20,000阿托品，3% 乳酸，2.5% NaHCO3。

【实验步骤】 1．标本制备

参见P78的实验六、蛙心灌流。 2．连接装置

用蛙心夹夹住心尖，参照图6-2连接到张力换能器上。心电图记录电极的正极、负极和接地电极分别安放在心尖、心房和周围其它组织上。电极用支架固定，以防止电极脱落。

生物电放大器 桥式放大器 网 络 打 印 机 PowerLab 计算机 图6-2. “离子对离体心脏功能的影响”的实验框图

3．参数设置

启动计算机，打开PowerLab主机电源，在桌面上单击Chart5图标，进入Chart应用程序窗口。

（1）选择采样速度为1 K/s，显示比例为50:1。

（2）在Channel 1显示区域，显示离体心脏的心电图。生物电放大器参数设置参见P35的放大器参数设置。Range 为5mV，High Pass 为0.3～10Hz，Low Pass为1KHz。选50Hz Notch来抑制交流干扰。

（3）在Channel 2显示区域，显示离体心脏的心率。用鼠标左键单击显示区右侧的通道功能按钮，选取Computed Input…，弹出即时数据统计对话框。即时心率的记录方法参见P37的即时数据统计的设置。

（4）在Channel 3显示区域，显示离体心脏的搏动曲线。桥式放大器参数设置

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参见P35的放大器参数设置。Range为50mV， Low Pass为100Hz。如果在Bridge Amplifier设置对话框左侧的信号显示窗口中看不到输入信号，可用鼠标左键单击右侧的zero按钮，系统自动调整输入信号的零位。单击Bridge Amplifier设置对话框下方的units按钮，进入Units Conversion(单位转换）对话框。单位转换的方法参见P36的信号幅度范围的设置和单位的转换。

4．观察项目

（1）观察、记录和测量正常任氏液情况下的离体心脏的心电图、心率和收缩曲线，包括基线的漂移、收缩幅度的变化、收缩频率的改变，心率、心电图各个波形、ST段水平以及QT间期的变化。测量方法参见P43的实验数据的计算、分析和统计。

（2）吸出插管内的全部任氏液，换为0.65%的NaCl溶液，观察、记录和测量各曲线的变化情况。待效应明显后，立即用新鲜任氏液换洗2～3次，在曲线恢复正常后，再进行下一步的实验。

（3）在任氏液中滴加1～2 滴异搏定（0.625mg/ml），观察、记录和测量各曲线的变化。一旦出现效应，立即用新鲜任氏液换洗2～3次。

（4）在任氏液中滴加1～2 滴3êCl2溶液，观察、记录和测量各曲线的变化。一旦出现效应，立即滴加3～4 滴异搏定（0.625mg/ml），观察、记录和测量各曲线的变化。用新鲜任氏液换洗2～3次。比较加入异搏定前后收缩和心电图的变化。

（5）在任氏液中滴加1～2滴1% KCl溶液，观察、记录和测量各曲线的变化，特别是心电图中T波、QT间期和ST段的变化情况。用新鲜任氏液换洗2～3次。

（6）在任氏液中滴加1～2滴1:10,000肾上腺素溶液，观察心脏收缩、心率和心电图的变化，出现效应后，加入2～3滴心得安（0.5mg/ml），观察心脏曲线的变化。用新鲜任氏液换洗2～3次。

（7）在任氏液中滴加1～2滴1:10,000乙酰胆碱，观察收缩、心率和心电图的变化，用新鲜任氏液换洗2～3次。

（8）在任氏液中同时滴加1～2滴1:10,000乙酰胆碱与1:20,000阿托品，观察收缩、心率和心电图的变化，用新鲜任氏液换洗2～3次。

（9）在任氏液中滴加1～2滴3%乳酸，出现效果后，再滴加2.5%NaHCO3，记录用药前后各曲线的变化。

5．打印上述实验结果

打印方法参见P45的实验数据的打印。

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【注意事项】

（1）心室插管时不可硬插，以免戳穿心壁，而应顺着主动脉走向并在心室收缩时插入。

（2）摘出心脏时，尽量多留些组织，以免损伤静脉窦。 （3）每个观察项目前后都应用任氏液进行对照记录。

（4）各种药液滴管要专用，不可混淆。每次加液的量不可过多，以刚能引起效应为度。

（5）每次加药后最好用洗净的细玻棒搅动几下，以免药液浮在上层，不易进人心脏。

（6）观察每次实验项目时插管内液面高度应保持一致。 （7）引导心电图的三个电极位置形成一个三角形。 【思考题】

1．记录的心电图波形和心脏的搏动之间有什么关系？

2．细胞外液低钠时，为何使心电图波形（如QRS波及T波）发生改变？ 3．KCl和CaCl2都可能造成心脏的停搏，这两种溶液对心脏的作用有什么不同？为何它们都会引起QT间期的变化？

4．分析H+引起心率减慢、收缩减小的原因。

5．试述肾上腺素和乙酰胆碱改变心脏收缩功能的机制。

实验十 夹竹桃对离体蟾蜍心脏的作用

【实验目的】

观察夹竹桃浸出液（含强心苷成份）对离体蟾蜍心脏的正性肌力作用和毒性作用。 【实验原理】

强心苷能选择性地作用于心肌，加强心肌收缩力，并能减慢窦性频率。强心苷是一类治疗指数较低的药物，一般治疗量已接近中毒量的60%，故较易发生过量中毒。

【实验动物】 蟾蜍

【药品与器材】

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任氏液、低钙任氏液、1%夹竹桃任氏液（每ml相当于夹竹桃叶0.01g） 蛙板×1、蛙足钉×4、探针、小剪刀、小无齿镊、蛙心套管、蛙心夹、铁支架、双凹夹×2、试管夹、PowerLab系统、张力换能器、吸管×3、小烧杯×2。

【实验步骤】 1．夹竹桃液的制备

取夹竹桃25 g，漂洗后用纱布擦干，剪碎，置广口瓶内，加70%乙醇100 ml，室温浸泡48小时，并经常振摇。用棉花过滤，再用70%乙醇适量洗叶片，挤压干，得滤液，滤液在水浴锅上蒸干，得粗醇浸出液。用适量任氏液溶解浸出物，用滤纸过滤，最后用任氏液加至250 ml，即成10%夹竹桃任氏液置冰箱保存备用。（用时稀释10倍）

2．手术与装置连接

取蟾蜍一只，用探针破坏脑和脊髓，依次切开胸部皮肤和胸骨，剪开心包膜充分暴露心脏，并于左右主动脉下穿两根线，其中一根打松结备结扎用。然后用剪刀在主动脉上作一V型切口，将盛有任氏液的蛙心套管插入主动脉，经主动脉球插入心室，此时，蛙心套管内液面即随心室搏动而上下移动，扎紧松结。把蛙心套管固定在胶泥上，使心脏提起，用另一根线在静脉窦下方结扎，沿扎线远端剪断左右主动脉及下腔静脉，制成离体蛙心标本。用吸管吸去套管内的血液，加入任氏液冲洗至灌流液无色，并使液面保持恒定。将标本固定在蛙心套管夹上，用蛙心夹夹住心尖连接换能器，并与PowerLab信号记录系统相连。 3．描记曲线

PowerLab系统按“操作指南”设置参数： （1）选择channel 1（Bridge Amplifer）。 （2）记录速度10 /s。

（3）Bridge Amplifer中“rang”选择20 mv，“Low Pass”选择50 Hz。 （4）调零“zero”。

先描记正常心脏收缩曲线，待收缩基线平稳后将蛙心套管内的任氏液换成低钙任氏液，再描记心脏收缩曲线，然后加入夹竹桃2?4滴，出现正性肌力作用后，继续加液，每次1?3滴，直至毒性反应出现为止。

（5）记录用药前后蛙心收缩幅度、心率、节律及药物中毒时上述指标的变化。

【注意事项】

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为保持管内液面恒定，每次加入药液后，应吸出同样滴数的灌流液。 【思考题】

1．心脏营养液为何换用低钙任氏液？为什么要使液面保持恒定？ 2．强心苷有哪些药理作用？临床应用时应注意哪些问题？

实验十一 强心苷的强心作用和毒性作用的观察

【实验目的】

观察强心苷对在体牛蛙心的心肌收缩力和心电图的影响，深刻理解强心苷的药理、毒理作用及其解救。

【实验原理】 【实验动物】

牛蛙，体重100g左右。 【药品与器材】

10%乌拉坦、3%戊巴比妥钠溶液、1％苯妥英钠溶液、毒毛花苷K注射液、任氏液。

蛙板、蛙足钉×4、蛙心夹、手术剪刀、眼科镊、眼科剪、注射器（5ml×１、1ml×3）、丝线、铁支架、双凹夹、PowerLab系统、张力换能器、吸管。

【实验步骤】 1．手术与装置连接

牛蛙用10％乌拉坦1ml/100g麻醉，用蛙足钉背位固定于蛙板上。剪开胸部皮肤和胸软骨，充分暴露心脏，用眼科镊提起心包膜并剪开，用蛙心夹夹住心尖与换能器连接，并与PowerLab系统相连。

2．电极连接

在牛蛙左右下肢、右上肢末端皮下插入针状电极，按II导联心电图连接：牛蛙的右上肢连接负极（NEG），左下肢连接正极（POS），右下肢连接地线。将电极连接到PowerLab系统生物电放大器上，记录牛蛙的心电图。

3．参数设置 （1）心肌收缩力：

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1）选择channel 1。 2）记录速度10 /s。

3）Bridge Amplifer中“rang”选择20 mv，“Low Pass”选择50 Hz。 4）调零“zero”。 （2）心电图： 1）选择channel 5。 2）记录速度10 /s。

3）Bio Amplifer中“rang”选择1 mv，“Low Pass”选择50 Hz，“high Pass”选择0.3 Hz，速率1000 /s。

4）调零“zero”。 4．实验观察

用PowerLab系统同步描记正常心脏收缩曲线和心电图，待基线平稳后，用3%戊巴比妥钠溶液0.2ml直接心室内注射，即可观察到心肌收缩幅度明显减小，立即由淋巴囊内注射毒毛花苷K注射液0.25 mg，观察蛙心收缩幅度、频率及心电图的变化。待心肌收缩幅度明显增大后，继续注射毒毛花苷K注射液0.25mg，观察上述指标的变化。直至出现心律失常后，注射1％苯妥英钠1 ml/100g，继续观察心收缩力和心电图的变化。

【注意事项】

（1）换能器的位置应使心脏提起，心尖与换能器连接的线应拉紧，以保持良好的记录。

（2）实验过程中，每隔数分钟滴任氏液于心脏表面，以保持心脏湿润。 【思考题】

注射西地兰后，你所观察到的心收缩力和心电图有何变化？为什么？本实验结果说明什么问题？对临床用药有何指导意义？

实验十三 不同因素对家兔心血管活动和呼吸运动的影响

【实验目的】

学习哺乳类动物急性实验的常规操作（动物麻醉、手术前固定、手术器械的正确

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使用、血管与神经的分离、动脉插管、气管插管等技术），掌握动脉血压的直接测量法和呼吸的间接测量法。观察某些重要的神经、体液因素对动脉血压的作用，以及在心血管调节中呼吸系统的相应变化。

【实验原理】

正常情况下，机体的动脉血压保持相对恒定。这种恒定是通过神经体液调节实现的。神经调节主要是心血管反射，其中最重要的是颈动脉窦和主动脉弓压力感受性反射。体液调节最主要的是儿茶酚胺类激素（如肾上腺素和去甲肾上腺素）。同时，机体又是各个系统相互影响的整体，在心血管调节中，必然伴随着其他系统的改变，如呼吸系统。

【实验动物】 家兔

【药品与器材】

哺乳动物手术器械，PowerLab 8S主机，呼吸换能器，血压换能器，生物电放大器，兔板，注射器，手术照明灯，纱布，动脉夹，动脉插管，气管插管，刺激保护电极。

1%戊巴比妥钠，生理盐水，1,250单位/ml肝素，1:100,000去甲肾上腺素等。 【实验步骤】 1．麻醉与手术

（1）家兔捉持、称重和麻醉：家兔的捉持和称重方法参见P13的“动物的捉持和称重”。将1%戊巴比妥钠溶液以每公斤体重3ml，从远离耳根部位的耳缘静脉中缓慢注射，麻醉家兔。注射时密切观察动物的呼吸、心跳、肌张力、角膜反射反射等，以防麻醉过深而死亡。麻醉后，家兔仰卧于兔板上，四肢和门牙用绳子固定。注意颈部必须放正拉直，以利于手术。

（2）颈部剪毛、手术以及分离颈总动脉、神经和气管：剪去颈部手术野的兔毛，剪下的兔毛应及时放入盛水的杯中浸湿，以免兔毛到处飞扬。在甲状软骨下缘沿正中线用手术刀切开皮肤，切口5～7cm。用止血钳逐层分离皮下组织和肌肉，暴露气管。在气管两侧深层，找到颈总动脉鞘内的颈总动脉，颈总动脉鞘内还有三根神经，最粗的是迷走神经，其次是交感神经，减压神经最细。在打开颈总动脉鞘前先仔细分辨这三根神经。用玻璃分针游离三根神经以及颈总动脉，用不同颜色的丝线穿线备用。每条神经和颈总动脉分离约2～3cm。注意不要过度牵拉和钳夹神经，以免神经受损。

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（3）血压（ABP）：收缩压（SBP）、舒张压（DBP）和平均动脉压（MBP） （4）左心室内压（LVP）：代表等容收缩期左心室内压力的变化，当前后负荷升高或心肌收缩力加强时左心室压上升。其峰值以mmHg表示。

（5）左室舒张末期压（LVEDP）：代表左室前负荷，是分析心功能的重要参数。 （6）心肌收缩性能指标：

1）左室等容期压力最大变化速率（dt/dtmax）：一定程度上反映室壁张力的变化速度。单位为mmHg/s。

2）等容收缩期心肌收缩成分最大缩短速率（Vpm）。 3）零负荷时心肌收缩成分最大缩短速率（Vmax）。

Vpm、Vmax为直接反映心肌收缩性能的指标，受前后负荷影响较小。 【注意事项】

（1）手术过程应尽量减少出血，以免引起血压降低。 （2）分离颈动脉时动作要轻柔谨慎，不可损伤神经组织。 （3）心室内插管不能用力过猛，否则极易穿破心室壁。 （4）管道系统不能留有气泡，否则记录就会出现失真波形。 （5）管道系统必须密闭，且内充满含肝素的生理盐水抗凝。

实验十五 动脉血压和尿液生成的影响因素

【实验目的】

综合复习哺乳类动物急性实验的常规操作，掌握动脉血压的直接测量法和输尿管插管技术。观察和分析某些重要的神经、体液和其它因素对动脉血压和尿生成量的影响。

【实验原理】

正常情况下，机体的动脉血压和尿液生成的量保持相对恒定。在神经、体液和某些因素的作用下，动脉血压和尿液生成量会发生相应的改变，以适应内外环境的变化。

【实验动物】 家兔

【药品与器材】

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哺乳动物手术器械，PowerLab 8S主机，血压换能器，桥式放大器，计滴器，兔板，注射器，手术照明灯，纱布，动脉夹，动脉插管，气管插管，输尿管插管，细塑料管，刺激保护电极。

1%戊巴比妥钠，生理盐水，1,250单位/ml肝素，1:10,000去甲肾上腺素，20%葡萄糖，速尿，垂体后叶素等。

【实验步骤】 1．麻醉与手术

（1）家兔捕捉、称重和麻醉：将1%戊巴比妥钠溶液以每公斤体重3ml，从远离耳根部位的耳缘静脉中缓慢注射，麻醉家兔。注射时密切观察动物的呼吸、心跳、肌张力、角膜反射等，以防麻醉过深而死亡。麻醉后，家兔仰卧于兔板上，四肢和门牙用绳子固定。注意颈部必须放正拉直，以利于手术。

（2）颈部剪毛、手术以及分离颈总动脉、神经和气管：在甲状软骨下缘沿正中线用手术刀切开皮肤，切口5～7cm。用止血钳逐层分离皮下组织和肌肉，暴露气管。在气管两侧深层，找到颈总动脉鞘内的颈总动脉，颈总动脉鞘内还有三根神经，最粗的是迷走神经，其次是交感神经，减压神经最细。在打开颈总动脉鞘前先仔细分辨这三根神经。用玻璃分针分离迷走神经以及颈总动脉，用不同颜色的丝线穿线备用。迷走神经和颈总动脉分离约2～3cm。注意不要过度牵拉和钳夹神经，以免神经受损。右侧颈总动脉分离约5cm，下穿两根线，分别作为结扎和固定动脉插管用。分离气管，在气管下穿线备用。

（3）气管插管：在气管靠近头端用剪刀剪一倒“T”字形的切口，插入气管插管，用线固定，保证家兔呼吸通畅，以防窒息。

（4）动脉插管：插管前检查插管的开口处是否光滑，以防插入后戳破血管。在插管内灌注生理盐水，再注入1ml左右1,250单位/ml的肝素溶液，以防凝血。排净管内气泡。将右颈总动脉的远心端结扎（注意分支的甲状腺动脉，可两端结扎后剪断）。用动脉夹夹住颈总动脉的近心端，在结扎处和动脉夹之间，距离应在3cm左右，便于插管。用锋利的眼科小剪刀在靠近远心端结扎处向下作一斜形切口，约为管径的一半。然后将动脉插管向心脏方向插入颈总动脉，用已穿好的丝线结扎，并缚紧固定于插管的侧管上。保持插管和动脉的方向一致，防止血管壁被插管刺破。打开动脉夹，即可见血液冲入动脉插管中。打开橡胶管夹，血液的动脉压作用于血压换能器，即可记录血压的波动。

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（5）下腹部手术：剪去下腹部手术野的兔毛，剪下的兔毛应及时放入盛水的杯中浸湿，以免兔毛到处飞扬。在耻骨联合上缘沿正中线向上作5cm长的皮肤切口，用止血钳逐层分离皮下组织和肌肉。沿腹白线切开暴露腹腔，将膀胱轻轻向外向下拉出，暴露膀胱三角，仔细辨认输尿管，并将一侧输尿管与周围组织轻轻分离，避免出血。用线将输尿管近膀胱端结扎，在结扎线的上部用眼科小剪刀剪一斜口，切口约为管径一半，把充满生理盐水的细塑料管经输尿管的斜口向肾脏方向的输尿管插入，用线结扎固定，进行导尿，可看到尿液随着输尿管的蠕动间断性地从细塑料管中逐滴流出（注意：塑料管插入输尿管管腔内，不要插入管壁肌层与粘膜之间，插管方向应与输尿管方向一致，勿使输尿管扭曲，以免妨碍尿液流出）。手术完毕后用38℃左右的生理盐水纱布在腹部切口处遮盖，以保持腹腔内温度并避免体内水分的过度流失。将细塑料管引至兔板边缘，使尿液直接滴在记滴器的金属电极上。

2．连接装置与参数设置 （1）按照图6-4连接主机、桥式放大器、血压换能器和计滴器等设备。

计 算 机 PowerLab主机 桥式放大器 动脉血压 刺激电血压换能器 计滴器 网 络 打 印 机 尿液滴

图6-4 动脉血压和尿液生成的影响因素实验框图 - 33 -

（2）启动计算机，打开PowerLab主机电源，在桌面上单击Chart5图标，进入Chart应用程序窗口。

（3）用鼠标左键单击菜单栏的Setup，选取Channel settings选项，在通道设置对话框中对通道数目、名称、幅值范围进行设置（参见P34的通道的设置）。把通道数设置为3，按OK钮保存设置并退出该对话框。屏幕上出现3个通道显示区。从第一通道开始依次显示尿滴数、动脉血压、刺激波。

（4）选择采样速度为1K/s，显示比例为50:1。 （5）各通道参数的设置：

1）Channel 1显示区域显示尿滴的累积滴数。设置方法参见P37的即时数据统计的设置。单击Channel 1的通道功能按钮▼，选取Computed Input…。Raw data input选择通道1，Function功能选项选取Counter，Range 设置为2k，显示为连续记数（若超过范围，重新单击Start/Stop按钮开始记数）。

2）Channel 2显示区域显示家兔的动脉血压。放大器参数设置参见P35的放大器参数设置。Range 为10～50mV， Low Pass为100Hz。如果在Bridge Amplifier设置对话框左侧的信号显示窗口中看不到输入信号，可用鼠标左键单击右侧的zero按钮，系统自动调整输入信号的零位。单击Bridge Amplifier设置对话框下方的units按钮，进入Units Conversion(单位转换）对话框。单位转换的方法参见P36信号幅度范围的设置和单位的转换。

3）Channel 3显示区域显示刺激方波。在刺激参数设置对话框下方的Stimulator Marker框中选取Channel 3。刺激设置方法参见P39的刺激输出的设置。设置完毕后，单击菜单栏的setup，选取stimulator panel，弹出Stimulator Panel（刺激面板），在实验中可以方便地由刺激面板来设置刺激频率、幅度和波宽等参数。设置Mode为Pulse，单击Hz选项，Frequency 取32Hz，Pulse Duration选0.1ms。选中Continuous选项，表示连续的一定频率的刺激输出。Output Range为10V ，Amplitude为1～5V。刺激神经前先用刺激保护电极刺激家兔的颈部肌肉，以检查刺激输出是否有效。实验中如要对标本进行刺激，应先用鼠标左键单击开始/停止切换按钮，程序开始采样记录，然后单击刺激面板的On按钮，即可产生刺激输出，同时Channel 3（3通道）显示刺激方波。

（6）在实验中，每个实验项目时，单击加注工具条的Add按钮，打上标注，以利于实验结束后数据的统计和分析。加标注的方法参见P39的记录过程中加上注解。

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（7）数据的测量和读取：以读取加药后一 min的尿量为例，在采样结束后，将测量标记Ｍ▼移到加药起始处，然后移动鼠标直至右上角的时间读数为△=60s处，读取Channel 1右侧的幅值读数，此读数即为加药后1min的尿量。用同样的方法可读取加药后第2分钟及第3分钟内的尿量。测量方法参见P43的实验数据的计算、分析和统计。

3．观察项目

观察并同时记录正常动脉血压和每分钟的尿液流量。参见P38的实验数据的记录。

（1）从耳缘静脉迅速注射37℃的生理盐水20ml，观察和记录动脉血压和每分钟尿流量的变化。

（2）从耳缘静脉注射1:10,000去甲肾上腺素0.1～0.2ml，观察和记录动脉血压和每分钟尿流量的变化。

（3）从耳缘静脉注射20％葡萄糖溶液5～10ml，观察和记录动脉血压和每分钟尿流量的变化。

（4）从耳缘静脉注射垂体后叶素2～4单位，观察和记录动脉血压和每分钟尿流量的变化。

（5）从耳缘静脉注射速尿（5mg/kg），观察和记录动脉血压和每分钟尿流量的变化。

（6）结扎左侧迷走神经，靠近中枢端剪断，用刺激保护电极刺激迷走神经的外周端（近心端）（50Hz，0.1ms，5V），观察和记录动脉血压和每分钟尿流量的变化。

（7）从动脉插管的侧管放出20ml的血液，观察和记录动脉血压和每分钟尿流量的变化。

待各项实验步骤完成后，单击Start/Stop切换按钮停止记录。测量和读取各项实验步骤中的动脉血压值和尿流量，再在加注窗口中写入适当的注解。测量方法参见P43的实验数据的计算、分析和统计。添加和编辑标注的方法参见P44的加注窗口的编辑。

4．数据整理

选取各实验步骤的波形，把所需的内容按先后顺序分别粘贴在时间轴的末尾。方法参见P43的选取数据的剪切、复制和粘贴。

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5．打印上述粘贴的实验结果

打印方法参见P45的实验数据的打印。 【注意事项】

（1）麻醉要适量，过浅，兔子挣扎；过深则反射不灵敏且容易引起家兔死亡。 （2）动脉插管与动脉走向保持一致，既可使血液压力顺利传送到血压换能器，又可防止插管刺破血管。

（3）观察每一个实验项目后，必须等到血压和尿流量基本恢复正常，再进行下一个实验项目。

（4）实验中需多次进行静脉注射，应注意保护兔的耳缘静脉，注射时应从远离耳根部位开始，逐渐移近耳根。亦可在实验开始前，从耳缘静脉进行静脉滴注，以后每次注射药物可从静脉滴注管注入。

（5）输尿管插管时，注意不要插入其粘膜层，并避免反复插管而损伤粘膜面造成出血，以致血液凝固堵塞输尿管。

（6）输尿管插管不能扭曲，以免引流不畅。 【思考题】

1．从耳缘静脉注射20ml生理盐水和注射5ml 20 %葡萄糖溶液，会对尿流量产生什么影响，试分析它们对尿量的影响机制。

2．试述放血20ml后，机体的动脉血压和尿流量有何变化，它们又是如何恢复的？

实验十六 失血性休克时生理指标与微循环变化的实验观察

【目的要求】

1．观察失血性休克发生前后家兔的血压、心率和呼吸频率等生理指标的变化。 2．观察和了解休克发生、发展过程中，实验动物肠系膜微循环血液灌流的变化特点。

3．讨论实验指标变化的原因及其病理生理学意义。

4．培养和考察学生在使用现代化实验设备进行实验时的实验能力和态度。例如，能否加强组内实验操作的分工配合，能否严格按实验指导进行实验，不擅自进行与实验无关的微机操作（可能破坏原设置的实验程序，影响本组和以后各班的实验），能

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否自觉遵守实验室制度等。

【实验原理】

动脉放血使循环血量减少，当少量失血时，有效循环血量减少可通过机体的一系列代偿措施（包括微循环的灌流量明显减少），使血压不出现明显的降低。但当快速失血量超过30%或大量失血时，有效循环血量急剧减少，超出机体的代偿能力，引起心输出量减少，血压降低和微循环严重和长时间缺血与缺氧，引起休克。

【实验动物】

家兔，体重 1.5～2.0 kg。 【药品与器材】

25％乌拉坦溶液，25％葡萄糖溶液，0.9％生理盐水，0.7%肝素。

兔手术台，电子称， i-STAT血气分析仪，微循环生物信号处理系统，手术器械一套，动脉插管2个，气管插管、静脉插管各一个，5m1、20ml、50ml注射器各2支。

【手术步骤和失血性实验前各观察指标的准备工作】 1．麻醉与固定

（1）取成年家兔一只，称重，于耳缘静脉缓慢注射25％乌拉坦溶液（以3 ml/kg体重计算麻醉剂总量），作全身麻醉。注射速度不得大于2 ml/min，同时密切观察家兔的肌张力和反射等的变化估计合适的麻醉剂用量。一般地说，当出现耳朵下垂，角膜反射明显迟钝或消失，四肢瘫软时，即可停用麻醉剂。

（2）动物固定 将动物仰卧固定于兔手术台上，颈前部和腹部等手术部位剪毛备皮。

2．气管插管

颈部剪毛，正中切口，切口长约5~7cm，逐层钝性分离组织，暴露出气管并在其下穿一根粗结扎线，在气管上剪一“V”形切口，插入气管插管并结扎固定。气管插管一端通过压力换能器与PowerLab 10T型生物信号处理系统连接（具体操作过程，可见P49、P66）。

3．动脉插管

（1）逐层钝性分离颈前部组织，在胸锁乳突肌内侧下方分离出双侧颈总动脉，每侧颈总动脉分离的长度约2.5～3cm。

（2）动脉插管前，远心端必须先结扎，用动脉夹夹住近心端。

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（3）然后在一侧颈总动脉远心端结扎部位用眼科剪刀剪开动脉，开口大小约为动脉壁的三分之一，（注意遮掩，小心喷血）。插入前端已剪成斜口的动脉插管，结扎固定导管。该动脉导管已充满0.7％肝素溶液，并经三通开关与血压的压力换能器相连接。记录一段正常呼吸、血压曲线（具体操作方法，可参考P49、P66）。

（4）另一侧颈总动脉插管（方法同上），用于与放血装置相连接，备放血与回输血液之用。

5．观察微循环的操作方法与步骤

（1）在腹部剑突与耻骨之间的中央，沿腹白线作长约10cm的正中切口，打开腹腔（具体操作方法，可参考P50）。

（2）将曲臂显微镜移至切口最近处，固定曲臂，并在微循环观察水槽内注入加温生理盐水。

（3）选一段游离度较大的小肠袢（常在左上腹部易于找见），轻轻将其拉出，放在微循环观察水槽内。

（4）打开光源调节钮，调整光亮度，在4倍物镜下，选择微循环血管丰富，血流情况良好，并能观察清晰的部位后，用盖板固定肠系膜（注意肠系膜不可北过度牵拉或受压）。

6．心电图描记操作

取针型电极三枚，分别在二前肢和一后肢远端，刺入皮下。把心电图线的外屏蔽线（黑色地线）接在下肢，另外二根导线分别接在上肢，以红左黑右为序。在微机屏幕上观察到心电图中R波正立、波幅较高而干扰少，表示操作正确无误。调整测量阈值线，读出心率次数（具体操作方法，可参考P66）。

7．肝素化

在完成上述操作后，实验动物血液应被肝素化，便于放血和回输血液等较长时间操作的顺利进行。肝素化的方法为：经耳缘静脉注射2～3ml/kg 0.7％肝素溶液，使之达到全身肝素化，才能进行下述操作和观察。

8．第一次血气分析

打开放血侧颈总动脉的动脉夹，弃去最先流出的2、3滴血液后，然后立即将插管口直接对准电极板芯片的注血口，注入全血到标准刻度，盖上小盖，插入i-STAT血气分析仪，进行血气分析（具体操作方法，可参考P64）。

【失血性休克实验的操作与观察】

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1．记录正常呼吸与血压

完成以上步骤后，放开血压换能器侧的颈总动脉夹，观察血压曲线，应当有适当的收缩压和舒张压的差幅波动，如果不明显，应检查导管的畅通性，考察导管有无曲折或导管内有无气泡等情况。记录一段正常的呼吸、血压，计数正常的呼吸频率。

2．微循环观察

用4倍物镜，观察屏幕上所显示的微循环的状态，选取有微动脉或微静脉存在部位，并有毛细血管网或直接通路开放的区域，用文字笔记来记录微循环血液的流态，红细胞聚集状态，以及选择有代表性的1～3条血管，用文字笔记来描记该血管中血液流速情况。

3．输入标志符

待完成以上操作时，在键盘上输入标志符“N0” （具体操作方法，可参考P66），记录正常状况的指标数据，经过适当时间记录后，再键人标志符“N1”，表示正常状况记录结束，停止记录（表6-3）。

若此时血压较低，血流欠佳，可经耳缘静脉快速注射25％葡萄糖溶液10～20ml左右使扩容（或经动脉缓慢推注），然后更改相应标志符“M0”、“M1”等，重复“失血性休克实验的操作与观察步骤”的“3”操作，并稳定观察数分钟。

4．放血引起失血性休克 （1）第1次放血：

1）设置标志符“A1”后，由颈动脉缓慢放血（?2ml/min），观察平均血压降至原水平的2/3时，停止放血，记录失血量和失血时间，作标志符“A2” （表6-3）。然后，再稳定观察3 min，记录体征和各种指标的变化，观察微循环的血流变化，以及机体是否出现代偿性变化。

2）代偿变化观察结束后，作标志符“A3”，将放出并存放于50ml注射器中的血液，经颈动脉缓慢回输，结束后作标志符“A4”，观察记录以上各项指标，必要时，可重复“失血性休克实验的操作与观察步骤”的“4”操作，标志符以“M”序列命名（表6-3）。

（2）第2次放血：

作标志符“B1”，由颈动脉快速放血，当平均血压降至原水平的2/3时，停止放血，记录失血量和失血时间，作标志符“B2”，然后稳定观察3min，记录各项指标和微循环变化，再重复操作上述“5．放血引起失血性休克”/（1）/②的工作，作标志符“B3”和“B4” （表6-3）。

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（3）第3次放血：

作标志符“C1”，由颈动脉快速放血，当收缩压降至原水平的1/3时，停止放血，记录失血量和失血时间，作标志符“C2”，然后稳定观察3min，记录各项指标和微循环变化，再重复操作上述“5．放血引起失血性休克”/（1）/②的工作，作标志符“C3”和“C4” （表6-3）。

第二次血气分析：在第4次放血前，打开放血侧颈总动脉的动脉夹，弃去最先流出的2、3滴血液后，然后立即将插管口直接对准电极板芯片的注血口，注入全血到标准刻度，盖上小盖，插入i-STAT血气分析仪，进行血气分析（具体操作方法，可参考P64）。

（4）第4次放血

作标志符“D1”后，再次由颈动脉快速放血，使收缩压降至2.6～0kPa时，记录失血量和失血时间，以及各项指标变化，作标志符“D2” （表6-3）。

表6-3 失血性休克实验中放血与回输血液的步骤和电脑上标志符的设定 操作步骤 放血前 （作为正常对照） 第1次放血、回输血 第2次放血、回输血 第3次放血、回输血 第4次放血 【注意事项】

（1）颈总动脉位于气管食道沟内，结扎时应避开伴行的迷走神经。 （2）暂时性阻断血流应使用动脉夹，忌用血管钳夹持血管。 （3）血压换能器应处于家兔心脏同一水平。 （4）各管道系统内应避免气泡存在。

（5）生物信号处理仪上的各种旋钮、开关，切忌随意扳动；计算机上显示的各种参数，亦忌随意切换更改。

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标 志 符 N0 ～ N1 放 血 开 始 A1 B1 C1 D1 放 血 结 束 A2 B2 C2 D2 维持3min后， 开始回输血 A3 B3 C3 D3 回输血 结 束 A4 B4 C4 D4

（6）多次放血与回输血液，所用50ml注射器体与柄两层玻璃间的少量血液粘性增高，可出现无法抽吸的情况，所以，注射器使用两次后，应在回输血液后在阻断连接的导管的情况下。取下注射器，自来水清洗后再用生理盐水与少量稀肝素液清洗，再次安装使用。

（7）后两次放血时，可能出现血压降低程度不明显，可能与血压换能器相连接的导管前端（在动脉内）出现血栓形成与堵塞导管有关。如果从手术开始后的各项操作都能在较短时间内顺利完成，可无此种情况发生，如果各项工作的时间延长过于明显，常出现上述情况。如果出现，可请实验室技术人员协助检查血压换能器的工作情况。

（8）实验过程中的记录，为连续的，若遇到图象变动使测速失误，或调速失误时，及时作好标志符和文字记录后，中断记录，待调整完毕后，重新标志，继续连续记录。

（9）及时补充、更换微循环观察水槽里的生理盐水，注意水温。 【数据分析】

（1）按照以上操作中所记录的标志符，从头开始，展开横轴，在每两个标志符间，选取一组或多组连续的记录号，为区段；对已入选的区段做标记；屏幕右方所纵列的数据为该区段各指标的均数值。

（2）标记的区段，应当包括正常状况（造病前），各种造病中、造病后，以及代偿与治疗的变化过程的全部数值。

（3）然后，按打印键，在打印机上获得结果，即实验观察过程中全部记录数值变化的曲线图，和所标记的各区段均数值。具体操作过程，可参见P66

【思考题】

1．失血是否引起了休克的发生？

2．实验观察的各项指标与休克时主要功能代谢变化的关系？ 3．失血性休克的发生及其严重程度与失血速度、失血量的相互关系？

4．了解失血后的代偿情况和回输血反应，对临床治疗休克病人有什么指导意义？

实验十七 人体心肺功能综合实验

——人体心电图、心音图、脉搏波和呼吸波的同步记录和分析

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【实验目的】

1．学习人体心电图记录方法和心电图波形的测量方法，熟悉正常心电图的波形并了解其生理意义和正常值范围。

2．学习人体心音听诊和心音图记录的方法，熟悉正常的心音特点和心音图的波形。

3．了解脉搏搏动产生的原理和脉搏波的基本组成。 【实验原理】

体表心电图 (ECG) 是将测量电极放置在人体表面一定部位记录的反映整个心脏兴奋的产生、传导和恢复过程的生物电变化曲线。心电图检查是临床上诊断心脏疾病特别是心律失常的最重要的手段。心音 (heart sounds) 是由心脏瓣膜关闭、心肌收缩等引起的振动所产生的。多数情况下，听诊只能听到第一心音(S1）和第二心音(S2）。正常心音的音调和持续时间有一定的规律，而很多心脏疾病特别是心脏瓣膜病变的患者，心音可异常，甚至产生杂音。动脉搏动是因每个心动周期中动脉内的压力发生周期性的波动而产生的，动脉随每次心搏而发生的搏动。医生在进行诊断时按摸病人的脉搏，可以了解病人的脉搏频率和节律是否规则。人体呼吸波是由带式换能器固定于胸壁，记录到呼吸时胸廓的运动波形，可以反映呼吸的幅度和频率等情况。人体心电图、脉搏波和呼吸波是人体重要的生命指针，并随机体的运动情况而改变。利用PowerLab系统的多通道记录的特点，可以同步记录上述指标，分析它们在时间上的相互关系，便于理解它们产生的原理，为临床上述项目的检查奠定基础。

【实验对象】 人

【实验器材】

PowerLab 8S主机，桥式放大器，生物电放大器，带式呼吸换能器，脉搏换能器，电子听诊器，电极膏、研磨布、一次性贴式电极或酒精棉花、心电图电极夹。

【实验步骤】 1．连接装置及程序设置

（1）参照图6-5连接主机、放大器、各种换能器和附件。

（2）启动计算机，打开PowerLab主机电源，在桌面上单击Chart5图标，进入Chart应用程序窗口。

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2．检测受试者

受试者平躺于床上，尽量放松身体，按图6-6所示放置心电图电极夹(也可放置一次性贴式电极)。为保证导电良好，电极下的皮肤最好用洒精棉花擦拭干净，也可以少许电极膏擦拭。

计算机 打印机 ECG 电缆线 PowerLab 8通道主机 双通道生物电放大器 电子听诊器 4通道桥式放大器 脉搏换能器 呼吸换能器 图6-5 人体心肺功能综合实验框图

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图6-6 Ⅱ导联心电图记录接线示意图

（1）把带式呼吸换能器带子绕胸一周固定好，注意使换能装置紧贴胸壁，绑带松紧适中，放置部位应是胸廓运动最明显处。

（2）把脉搏换能器固定与中指末节，注意使换能装置紧贴手指正面脉搏最明显的部位，并使之松紧适中。

（3）检查者轻持电子听诊器的胸器，置于受检者的心尖部(左第五肋间锁骨中线内侧约1cm)，同时戴好该电子听诊器，监听第一心音和第二心音。

4．各通道和参数设置

（1）通道设置：在Channel Settings对话框中把通道数设置为6，通道1至6分别命名为：ECG、Heart Sounds、Heart Rate、Pulse Waves、Breath Curves、Breath Rate。用鼠标左键单击菜单栏的Setup，选取Channel settings选项，在通道设置对话框中对通道数目、名称、幅度范围进行设置（参见P34的通道的设置）。把通道数设置为6，按OK钮保存设置并退出该对话框。屏幕上出现6个通道显示区。从第一通道开始依次显示心电图、心音图、瞬时心率、动脉脉搏波、呼吸波、瞬时呼吸频率。

（2）参数的设置：选择采样速度为1K/s，显示比例为50:1。

1）Channel 1显示区域显示人体心电图。放大器参数设置参见P35的放大器参数设置。Range 为2mV，High Pass 为0.3～10Hz，Low Pass为1KHz或更小。选50Hz Notch来抑制交流干扰。

2）Channel 2显示区域显示人体心音图，设置方法基本与通道1的设置相同。Range 为200mV，Low Pass为100Hz。如果在Bridge Amplifier设置对话框左侧的信号显示窗口中看不到输入信号，可用鼠标左键单击右侧的zero按钮，系统自动调整输入信号的零位。

3）Channel 3显示区域显示瞬时心率。设置方法参见P37的即时数据统计的设置。Raw data input选择通道1，Function功能选项选取Ratemeter，Range 设置为500BPM。

4）Channel 4显示区域显示动脉脉搏波，设置方法基本与通道1的设置相同。Range 为200mV，Low Pass为100Hz。

5）Channel 5显示区域显示呼吸波，设置方法基本与通道1的设置相同。Range 为200mV，Low Pass为100Hz。

6）Channel 6显示区域显示瞬时呼吸频率。设置方法基本与瞬时心率的设置相同。Rawdata input选择通道5，Function功能选项选取Ratemeter， Range 设置为

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100BPM。

5．观察项目

单击Start/Stop切换按钮开始记录实验数据，进行下列各项测定：

（1）平躺数分钟后记录一段时间的心电图、心音图、脉搏波和呼吸波，再次单击Start/Stop切换按钮，则停止记录数据。数据记录方法参见P38的实验数据的记录。

（2）取下各种换能器和连线，让受检者作一段时间(约1min）的运动，如高抬脚，运动量以能足够提高心跳和呼吸速率为原则，运动后立刻接好换能器和连线，受检者仍然平躺，尽量维持放松及不动的姿势，再记录一段时间的心电图、心音图、脉搏波和呼吸波，直到心跳及呼吸速率恢复到正常状态为止。

6．实验数据的读取、测量和分析

用测量标记和直接移动鼠标到测量点的方法测量EKG的R波幅值、P-R间期、Q-T间期、R-R间期和QRS波时间；心率可从R-R间期或脉搏波间隔时间换算，也可用即时数据统计的方法直接读取。比较两种方法的测量结果是否一致；比较心电图、心音图和脉搏波在时间上的相关性；比较平静时和运动后各实验曲线的主要区别。测量方法参见P43的实验数据的计算、分析和统计。

7．打印上述实验结果

打印方法参见P45的实验数据的打印。 【注意事项】

（1）受检者应全身放松并尽量保持不动。

（2）周围环境必须保持绝对安静，避免各种噪音的干扰。 【思考题】

1．心电图、心音图和脉搏波的产生原理是什么？它们的波形在时间上有什么相关性？

2．实验中显示的心电图基线很粗，应考虑从哪些方面来改进实验方法？

实验十八 缺氧实验

【目的要求】

1．学习复制动物缺氧病理模型的方法，掌握不同缺氧类型主要的发病原因和机

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制。

2．观察不同类型缺氧时呼吸、皮肤粘膜颜色、活动以及氧分压的改变。 3．了解机体功能、代谢特点与缺氧对机体影响的关系。 【实验原理】

不同的缺氧条件均可造成动物的缺氧状态，并表现出相应的功能代谢改变。但动物的不同年龄、不同功能状态，对缺氧的耐受能力也不尽相同。

【实验动物】

1．体重相近的小白鼠6只。 2．新生幼鼠1只。 【药品与器材】

钠石灰、玻璃珠、7%柠檬酸钠溶液、CO、2%亚硝酸钠、0.04%氰化物、蒸馏水、 测氧仪、天平称、手术器械一套、试管、5ml注射器、青霉素小瓶、广口瓶、三角烧瓶。

【实验项目、步骤与观察指标】 1．年龄因素对缺氧耐受性的影响

（1）取新生幼鼠1只，放入青霉素小瓶内（瓶口塞以少量棉花以免成年鼠伤害），然后将其与成年鼠一起放入广口瓶内，观察动物一般状况。

（2）密闭瓶塞，记录时间，观察两鼠状况。

（3）记录两鼠死亡时间。注意，当其中一只小鼠死亡后，不能揭开瓶盖；如另一鼠至各项实验结束时仍未死亡，实验也应中止。

2．低张性缺氧实验

（1）用天平称重小鼠，取体重相近的2只小白鼠（体重相差?1g），分别投入钠石灰瓶（A）和玻璃珠瓶（B）内，在观察它们一般的活动状况后，同时密闭两只玻璃瓶，并开始计时。观察过程中必须经常注意瓶子的密闭性。

观察要点：两鼠在瓶内的活动度、呼吸、皮肤粘膜的颜色等变化，每3min记录一次，在其中一只小鼠死亡时，记录死亡时间，并做下步骤操作。

（2）立即用5ml注射器同时地从连接两只瓶子的乳胶管部位分别抽取约2ml气体，在注意固定注射针与注射器连接部位的情况下拔出注射针，并立即将注射针插入软木塞使抽取的气体与外界空气隔绝。经测氧仪测定A、B瓶内当时的氧分压。在持续保存两瓶密封的条件下继续观察另一未死亡小鼠的活动情况。在该鼠死亡时立即记

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录死亡时间，并同上述要求再次抽取A、B两瓶内的气体，测量氧分压。

比较A、B两只小鼠在不同密闭空间内存活时间的差别，以及与两鼠各自死亡时它们周围气中O2量消耗的差异。

（3）尸检：当两小鼠都死亡后，取其中1只小白鼠，打开胸腔，观察内脏颜色并与以下各项实验后小鼠尸检作比较。

开胸后，剪破心脏，用吸管滴入2滴7%柠檬酸钠溶液，迅速混匀，取出2滴，滴入盛有5ml蒸馏水的试管内，立即用软木塞盖紧，摇匀，观察试管内溶液的颜色，并与以下各项实验后制备的同种溶液作比较。

注：以下每个实验都有尸检这一步，以便比较不同原因所致缺氧时血液颜色的差异。所以，每次取血都应该尽量做到操作的“标准化”，如加入柠檬酸钠溶液的量和吸取抗凝血液的量（2滴，滴管口径粗细不同，2滴血液量多少可明显有差异）等。另外，放入血液的蒸馏水试管应立即用软木塞盖紧。）

3．一氧化碳中毒

（1）取1只小白鼠观察其正常时的活动、腹式呼吸的频率等。

（2）将其放入烧瓶内，瓶内放入通入家用煤气的装置，通入煤气的玻璃管插入盛水的试管内，以试管内水中放出的气泡数调节通气量，气泡产生速度控制在10个/min左右，通气速度过快，可使小鼠所在三角量烧瓶内的CO浓度迅速增高，导致动物迅速死亡而影响血液颜色发生明显变化。记录通气时间和速度，观察实验小鼠一般状况的变化，直至死亡，再记录时间。

（3）观察记录死亡小白鼠其尾巴、耳朵、口唇颜色的改变。 （4）尸检（方法同实验第2项），并与其他实验动物比较。 4．亚硝酸钠中毒

（1）取1只小白鼠，称重，观察其一般状况。

（2）皮下注射2%亚硝酸钠，用量为0.35ml/10g体重，记录时间。 （3）观察实验小鼠一般状况的改变，直至死亡，记录时间。 （4）尸检（方法同实验第2项），并与其他实验动物比较。 5．氰化钾中毒

（1）取1只小白鼠，称重，观察其一般状况。

（2）腹腔注射0.04%氰化物（具体操作过程，可见P58），用量为0.2ml/10g体重，记录时间。

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（3）观察实验小鼠一般状况的改变，直至死亡，记录时间。 （4）尸检（方法同实验第2项），并与其他实验动物比较。 【注意事项】

（1）实验1、2所用广口瓶的容量应一致，瓶口须能密闭不漏气，以防因瓶内空间容积不同和漏气影响实验结果。

（2）记录时间要准确，以便进行实验结果分析。

（3）氢化物有剧毒，勿沾染皮肤、粘膜，特别是有破损处。 （4）一氧化碳有毒，防止其过度溢出。

（5）在血液颜色的对比观察时，试管应事先编号，以免搞错。另外，心脏取血的量要尽可能一致，否则造成溶液颜色对比性下降。

【思考题】

1．不同年龄动物对缺氧耐受性有何不同？分析其原因。 2．本实验中各种类型缺氧的原因和发病机制是什么？

3．各种缺氧时，小鼠口唇黏膜、耳、尾及血液颜色的改变为何不同？ 4．如果发生煤气，对中毒者进行早期抢救处理的原则应注意什么？ 5．亚硝酸钠中毒引起缺氧时，有哪些具有针对性的抢救治疗措施？

实验十九 家兔急性呼吸衰竭

【实验目的】

1．学习家兔急性呼吸衰竭模型的复制方法。

2．观察家兔急性呼吸衰竭时呼吸及血气分析的变化并分析其机制。 【实验原理】

通气障碍、气体弥散障碍和肺泡通气/血流比例失调是呼吸衰竭的主要发生机制。本实验通过夹闭家兔气管造成狭窄，复制通气障碍所致的急性呼吸衰竭；并通过造成家兔开放性气胸及静脉注射肾上腺素造成肺水肿复制肺泡通气/血流比例失调和气体弥散障碍所致的急性呼吸衰竭。

【实验动物】

家兔，体重 1.5～2.0 kg。

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【药品与器材】

25％乌拉坦溶液，0.7％肝素溶液，0.l％肾上腺素，生理盐水。

兔手术台，PowerLab 10T型生物信号处理系统，i-STAT血气分析仪，电子称，手术器械一套，动脉夹，气管插管（两侧套有橡皮管），连有三通的动脉插管，听诊器1个，天平，小软木塞4个，注射器lm1 4只，2m1、5ml、10ml、20ml、50ml注射器各1只，6号、9号、12号针头，头皮针。

【实验步骤】 1．麻醉与固定动物

家兔称重后，从耳缘静脉缓慢注入25％乌拉坦溶液（5 ml/kg）。家兔自然倒下，牵拉后肢无阻力时，表示麻醉药量已足，仰卧位固定。

2．气管插管

颈部剪毛，正中切口，切口长约5～7cm，逐层钝性分离颈部组织，暴露出气管并在其下穿一根粗结扎线，在气管上剪一“ ”形切口，插入气管插管并结扎固定（具体操作过程，可见P49）。气管插管一端通过压力换能器与PowerLab 10T型生物信号处理系统连接。

3．全身肝素化

耳缘静脉注射0.7％肝素溶液2ml/kg。 4．颈总动脉插管

在颈前部细心分离家兔两侧颈总动脉，用丝线结扎远心端血管，近心端用动脉夹夹闭。动脉夹近头侧的血管下方留置一结扎线，备固定插管用。然后用眼科剪在结扎线的近心端将动脉壁剪一约占周径1/3的斜口，插入充满0.1%肝素的动脉插管并予固定。左侧动脉插管通过三通开关连接压力换能器与PowerLab 10T型生物信号处理系统连接。打开动脉夹描记血压（具体操作方法，可参考P66）。右侧动脉插管备采血用。

5．病理模型复制前指标的测定

（1）记录呼吸、血压曲线：观察并记录一段正常时呼吸、血压曲线。

（2）血气分析：打开颈总动脉的动脉夹，缓慢打开三通开关，弃去最先流出的2、3滴血液后，然后立即将插管口直接对准电极板芯片的注血口，注入全血到标准刻度，盖上小盖，插入i-STAT血气分析仪，进行血气分析（具体操作方法，可参考P64）。取血后应立即用生理盐水少许冲洗动脉插管，以免塑料管内血液凝固（具体操作方法，

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可参考P61）。

6．病理模型复制 （1）气道狭窄与气胸：

1）气道狭窄：用止血钳将气管插管的橡皮管夹闭2/3- 3/4，使家兔处于气道狭窄状态。并观察呼吸、血压的变化。待呼吸出现明显改变和口唇黏膜发绀后，松开止血钳，等待约20min，使家兔呼吸恢复正常。

2）气胸：于家兔右胸第4－5肋间隙与腋前线交界处，插入16号针头，当穿刺针头垂直刺入1cm－1.5cm左右，有落空感和呼吸幅度开始变小，可以确定针头已插人胸膜腔。为了能准确地进针及掌握好深度，也可将该部位皮肤切开后进针。

①开放性气胸：当16号穿刺针头刺入胸膜腔后，胸膜腔与外界大气通过针头相通造成右侧开放性气胸。开放性气胸持续10～15min，同时观察呼吸、血压的变化。待呼吸出现明显改变和口唇黏膜发绀后，用50ml注射器通过针头，将胸膜腔内的空气抽尽，等待约20min，待家兔呼吸恢复正常。

②张力性气胸：用100ml注射器抽取100ml空气，通过针头推入右侧胸膜腔内，造成右侧张力性气胸。观察家兔呼吸、血压的变化。当动物呼吸与血压出现明显变化、皮肤与口唇黏膜明显发绀和窒息样挣扎时，按步骤“6（2）”方法取血样，进行血气分析。

（2）肺水肿：

观察并记录一段正常时呼吸、血压曲线后，以7～9ml/min速度由耳缘静脉注入生理盐水（100ml/kg），输完后将0. l％肾上腺素（1ml/kg）缓慢静脉推注（操作过程见P51）。然后仍以生理盐水（1ml/min）维持静脉通路，以便必要时重复给药。

静脉给药时，要密切观察：①是否出现呼吸困难、急促，呼吸曲线有否变化。②气管内是否有粉红色泡沫样液体溢出。③肺部是否出现湿性罗音。如果，肺水肿表现不明显时，可重复使用肾上腺素，方法同上，直至出现肺水肿表现。

当动物出现明显的呼吸急促、气管内有泡沫样液体溢出、两肺出现湿性罗音等肺水肿体症时，可立即从一侧颈动脉取血进行血气分析（按步骤“6（2）”方法取血样）。

采血后，夹闭气管，处死家兔，打开胸腔，在气管分叉处结扎气管以防止肺水肿液流出，在结扎处以上切断气管，分离心脏及血管，将肺取出。称肺重，计算肺系数。肉眼观察肺体积、颜色的改变，并切开肺观察有无泡沫样液体流出。

肺系数计算：肺系数=肺重量（g）/体重（kg）

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