基质效应

基质效应、Carry over和Cross-talk

一、 定义：

1. 基质指的是样品中被分析物以外的组分。如果分析的是生物样品，那么生物样品中的基质可能会增强或者抑制其响应，从而对我们影响我们检测，这就是基质效

应；

2. 如果我们的线性范围很宽，ULOQ很高，那么在分析完ULOQ后，可能在系统中残留一些待测物，这样就会对低浓度的检测有影响，这就是Carry over；

3. 我们进行MRM或者SRM检测时，不同的离子通道间可能存在相互干扰的现象，这就是Cross-talk。

备注：ULOQ是定量上限，定量下限是LLOQ

二、基质效应产生的原因

MS中，一般认为可能源于待测组分与生物样品中的基质成分在雾滴表面离子化过程的竞争 。其竞争结果会显著地降低(离子抑制)或增加(离子增强)目标离子的生成效率及离子强度，进而影响测定结果的精密度和准确度。也有人认为基质效应是由于待测组分与基质中内源性物质共洗脱而引起的色谱柱超载所致，这些成分常因在色谱分析中与目标化合物分离不完全或未被检测到而进入质谱后产生基质效应。

三、基质效应的评价方法

比较实际样品和空白溶剂在Ｑ1 ＳＩＭ中的响应值。更加一个实际的方法是将被分析物的纯品加入空白基质和纯溶剂中，比较两者的信噪比。如果样品中被分析物浓度已知，则可将分析物加入纯溶剂中，使之达到与样品中分析物的浓度一样。如果样品中分析物浓度未知，或者是纯粹的无分析物的基质无法得到，则可用分析物的同位素内标分别加入到样品和纯溶剂中，比较二者响应差别。通常基质效应可用抑制系数衡量，绝大部分情况下降低信号响应，抑制系数＜1，少数情况下，也能增强响应信号，此时抑制系数＞1．

一般是1）用流动相配制高中低三个浓度的待测物，并加入内标，测得响应值； 2）空白血浆提取后加入与1)相同浓度的待测物和内标，测响应值 基质效应 ME%=响应值2/响应值1×100％

这样，不同浓度的待测物的基质效应和内标的基质效应均可得到。（85%-115%之间认为不存在基质效应。）

如果是有机溶剂提取，则很简单，只要把准备作为1）组进样的溶液加到空白血浆提取吹干后的管子里，振荡离心一下进样就可以了，加入的体积就是复溶时的体积；

如果是蛋白沉淀，则复杂一些。就是待测物和内标的混合物加入相同体积生物样品基

质与其对比的基质后测相应值，前者的结果就是2，需把空白血浆按比例加入沉淀剂，离心后取上清加入即可；后者的结果就是1，只把空白血浆换成水再加入沉淀剂即可。

四、考查待测物在不同基质中的介质效应情况

一般基质效应最好做5－6份（当然越多越好，但是考虑到实际操作，5－6份比较现实）不同来源的空白基质，这样可以考查待测物在不同基质中的介质效应情况，如果介质效应在不同浓度，不同基质中基本一致，且不影响样品的测定，则个人认为有基质效应也没有关系，因为只要样品在标准曲线和样品中的基质效应一致，则用其定量也是可以的。如果不一致，则最好避免或者减轻基质效应。

五、如何减少基质效应、Carry over和Cross-talk 基质效应（尽量采用有效的净化方法，来降低基底的影响）：

基体效应包括干扰组分的影响和背景值的影响。干扰组分是必须要分离出去的，而背景值的消除一般是采用标准加入法或基线扣除法。

目前常用的基质效应消除方法有（简单提及）：

1. 选择合适的样品制备方法，即采用有效的样品净化方法，这是最有效的消除基质效应影响的方法，值得注意的是，对于不同的样品制备方法，不能简单地说某种方法优于另一种方法，由于每种组分对基质效应的敏感度不同，其适宜采用的样品制备方法也不同，要通过实验来确定。

2. 改善色谱分析条件：采用反相色谱分离，适当地增加待测组分的保留时间；减少进样体积（尽量把峰往后推，保留时间靠前，比较容易受基质效应的影响；如果有切换阀，最好把样品峰出峰前一分钟之前的都切换调）；

3. 优化质谱分析条件：在允许的条件下改变离子化方式，如改用APCI源（ESI源比较容易受基质效应影响）； 4. 选择内标；

5. 配置基质曲线 ；

6. 可以采用标准添加法（standard addition method）。在这一方法中，需要测量和记录样品的响应值。进一步加入少量的标准溶液，再次记录样品的响应值。理想地说来，标准添加应该增加分析物的浓度1.5到3倍，同时几次添加的溶液也应该保持一致。使用的标准样品的体积应该尽可能小，尽量降低过程中对基质的影响。

调整色谱保留时间。通常来说死时间的基质效应最严重且多为离子抑制，要尽量避免死时间出峰。当然，也不能说避开了死时间就万事大吉。在方法开发阶段，可以做一对回收率样品和基质效应样品在不同色谱条件下考察基质效应。尽量缩短保留时间提高通量，同时避免基质效应。

基质效应绝大多数是由于内源性或者外源性物质与分析物共流出，产生离子抑制或者增强，最好的采用内标法校正，固相萃取在很大程度上可以减弱基质效应。基质曲线也可以一定程度上消除基质效应，但是太费时间，拿牛奶举例，不同品牌的牛奶的基质效应还是有所不同的，如果测定一种牛奶就配置一条基质曲线，太繁琐。

基质效应我们做一段时间的实验,后来统计数据后发现,不同样品引起的基质效应差别比较大,就是不同产地的同种样品基底效应也不接近,这样无法找出一个比较合适的系数对结果校正.现在我们只是用多种小柱组合净化,来尽量减少干扰物质,降低基底的影响,从效果来看还可以.至少不用每次都做基质效应了.

用基质溶液配制标准曲线或用基质溶液配制一定浓度的标准溶液对检测结果进行校正是一种方法，这种方法在一些检测标准方法中也提到．但在实际检测中，发现即使是同一种基质的不同样品，产生的基质效应也会有不同，有时甚至是相反的．所以更有效的方法还是尽量采用有效的净化方法，如SPE、液液萃取、GPC、冷冻离心等。

考察基质效应的方法可以采取柱后灌流的方法，会很快速很清晰的看到是否有基质效应。

（管柱后灌流（post-column infusion），或者柱后灌流，用于评估不同样品前处理所产生的基质效应。具体方法是于液相色谱柱流析后利用T型接头（Tee）连接另一个注射器（syringe pump），连续注射待测物，并将基质萃取物一并打入液相液相色谱柱，可以观察到不同保留时间点待测物的响应值的变化。若待测物保留时间附近信号下降，表示基质中的成分会抑制待测物；反之增强。）

（就生物样品而言）很大程度上来源于内源性磷脂，大概占整个血样的10％左右，我一般通过分离来解决，如果分不开的话就改流动相的PH值，还不行的话就优化前处理条件，实在不行的话就只能换离子了。一般这几种方法都能很好的解决基质效应，最后一招就是用固相萃取，但是成本比较高。

有没有人关注过vehicle,这也会在很大程度上影响我们分析工作，特别是加入了吐温-80，PEG-400等表面活性比较大的东西，如果你发现内标在毫无理由的乱跳的话并且你找不出任何原因的话就很有可能是其中的vehicle在起作用了。大家可以注意一下啊！

一直在做血样的分析，对“vehicle”深有感触。如果DOSE溶液的溶剂含吐温-80，PEG-400等表面活性剂，则对分析物或内标干扰可能性非常大。如果内标响应波动很大（一般是标曲和样品的内标很不平行，前几个时刻点的样品影响最大），可以考虑调节流动相梯度，使出峰时间避开干扰物，也可考虑换内标。对于被影响最大的前几个时刻点（尤其是IV 样品），可以采取稀释样品的方法避开表面活性剂的影响。

基质加标做标准曲线的时候，遇到的一个非常麻烦的问题就是内标或者标准品只能溶于有机溶剂中，而这些溶于有机溶剂的溶液加入到空白基质如血清中时很有可能导致蛋白被提前沉淀，从而造成内标或者标准品在空白基质中的分布不均。————前处理的吗，也需要首先进行去蛋白等的处理才能进行分析。

Carry over

1. 可以通过设置较合理的洗脱梯度，即要有强洗脱程序。

2. 对自动进样器，可以多设置几次洗针程序，洗阀程序（选择适当的洗针溶剂）。不同的进样器残留可能不同。

3. 在高浓度样品后多进几针空白样品。

4. 一般在从低浓度到高浓度，并在曲线后加进一针定容液以验证是否有残留。

在实际检测中有遇到。个人觉得对于不同情况的残留应当采取不同的方法来处理。就残留的影响程度来看，对于程度较轻的残留，如只是对后一针样品有影响，可以采用穿插空白分析的方法来避免。一般情况下我们在标准曲线进样后都会进一针空白。但对于较严重的空白，则就需要对系统进行一些清洗了。就残留的部位分可分为仪器部件和管路的残留及色谱柱中的残留。对于存在于仪器管路和部件（如进样器）的残留，可将流动相换为异丙醇与水的混合溶液（1：1），并在进样瓶中也装入足够多的相同溶液，连续进样20针左右，一般就可以去除。若是残留在色谱柱中，则需要针对残留物的性质，选用合适的方法对色谱柱进行清洗，而且最好换用一根更适合的色谱柱。

Cross-talk

曾经遇到过。一般情况下，即使两化合物的母离子相同，其子离子也不会完全相同，采用MRM方式，可尽量选用不同的子离子进行分析。但若母离子、子离子、保留时间均相同，则可能是需要改换色谱柱或流动相，看是否可以在液相分离上寻求一些帮助了。若两物质性质太相近实在无法分离，那只能分别进样分析。

一般要选2个以上的离子对MRM，会降低 cross talk几率。

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