生理学实验

一、神经和肌肉

实验1 坐骨神经腓肠肌标本的制备

坐骨神经干标本的制备

【实验目的】 学习坐骨神经腓肠肌和坐骨神经干标本的制备方法。

【实验原理】 两栖类动物的一些基本生命活动和生理功能与温血动物类似，但其离体组织所需存活条件比较简单，易于控制和掌握。因此在生理实验中常用蛙或蟾蜍的离体组织或器官作为实验标本来观察组织的兴奋性、兴奋过程、兴奋性的变化以及骨骼肌的收缩特点等。 【实验对象】 蟾蜍(或蛙)。

【器材和药品】 蛙类手术器械一套(蛙板、玻璃板、探针、粗剪刀、组织剪、眼科剪、眼科镊、大头针、玻璃分针、搪瓷碗、培养皿、滴管、纱布、丝线)、锌铜弓、任氏液。

【操作步骤和观察项目】

(1)破坏脑和脊髓：左手持蛙，用食指下压头部，拇指按压背部，使头前俯。右手持探针从枕骨大孔处垂直刺入，再将针插向前方刺入颅腔搅碎脑组织。将探针退回进针处，向下刺入椎管捣毁，待蛙四肢松软，表明脑和脊髓已完全破坏（图5-1）。

图5-1 破坏蛙脑和脊髓 图5-2 横断脊柱 图5-3 剪断躯干上部及内脏 图5-4 剥离皮肤

(2)剪除躯干上部及内脏：在骶髂关节水平以上1cm处剪断脊柱，将头、前肢及内脏一并剪除，保留腰骶部脊柱及后肢。在腹部脊柱的两旁可以见到坐骨神经丛(图5-2、图5-3)。

(3)剥皮：左手捏紧脊柱断端，右手捏住断端处皮肤边缘，用力向下剥掉全部后肢皮肤(肛门皮肤粘膜移行处先行剪开)，把标本放入任氏液中，洗净手及所有用

过的器械(图5-4)。

(4)游离坐骨神经：将后肢标本腹面向上用大头针固定于蛙板上，沿脊柱两侧用玻璃分针分离坐骨神经，用普通剪刀剪下一小段与神经相连的脊柱，提起脊柱，逐一剪去神经分支。从耻骨联合处将两下肢分开。 将一侧下肢背面向上，用玻璃分针划开梨状肌及附近的结缔组织，循坐骨神经沟(股二头肌与半膜肌之间)找出坐骨神经的大腿部分，提起坐骨神经，小心剪断坐骨神经的所有分支，一直游离到膝关节(图5-5)。

图5-5 坐骨神经走向示意图 图5-6 蛙坐骨神经腓肠肌标本示意图

(5)游离腓肠肌：将分离干净的坐骨神经搭于腓肠肌，在膝关节周围剪掉全部大腿肌肉，并用普通剪刀将股骨刮干净，在股骨中部剪去上段股骨。再于跟腱处用线结扎，剪断结扎处远端跟腱并游离腓肠肌至膝关节处，在膝关节以下将小腿其余部分全剪掉，这样即得到附着于股骨上、有坐骨神经支配的腓肠肌标本，立即浸于任氏液中(图5-6)。

(6)制作坐骨神经干标本：当坐骨神经游离到膝关节处后再向下继续剥离，在腓肠肌两侧的肌肉内找到胫神经和腓神经。剪去任一分支，分离留下的直到足趾，用线结扎，在结扎远端剪断。(注意：坐骨神经在膝关节处分成两支，绕过膝关节时，上面覆盖有肌腱和肌膜（分离时切勿剪断或损伤神经。)标本制成后，浸于任氏液。

(7)检查标本兴奋性：将标本取出放在玻璃板上，取锌铜弓浸湿任氏液后迅速接触坐骨神经，如腓肠肌发生明显收缩，表明标本具有正常的兴奋性。将标本放于盛有任氏液的培养皿中备用。 【注意事项】

(1)制备神经标本过程中，要不断滴加任氏液，以防标本表面干燥而失去正常兴奋性。

(2)操作过程中，应避免过度牵拉神经和肌肉。避免用手、用镊子夹伤神经和肌肉。

(3)损毁脑和脊髓时，要防止蟾蜍毒液射入操作者眼内，若误入眼内，应迅速用生理盐水冲洗。 【思考题】

（1）怎样判断蟾蜍的脑和脊髓是否完全损毁?

（2）制备好的神经肌肉标本为何要浸泡于任氏液中? （3）锌铜弓为什么可以检查神经肌肉的兴奋性?

实验2 阈刺激、阈上刺激和最大刺激

【实验目的】 通过测定坐骨神经腓肠肌标本的阈刺激、最大刺激，以了解该标本的兴奋性以及刺激强度与肌肉收缩的关系。

【实验原理】 活组织具有兴奋性，能接受刺激发生反应，刺激要能引起组织发生反应必须有足够的强度，足够的持续时间和一定的强度变化率。如果保持刺激持续时间及强度变化率不变，引起反应所需的最小刺激强度称为阈值。所以组织兴奋性的高低通常用阈值来量度，兴奋性高的组织阈值低，兴奋性低的组织阈值高。强度为阈值的刺激称为阈刺激。阈值常作为衡量组织兴奋性高低的客观指标。 腓肠肌是由许多兴奋性高低不同的肌纤维组成的。如果用单个电脉冲刺激坐骨神经腓肠肌标本的坐骨神经干或直接刺激肌肉，刚能引起肌肉发生收缩反应(即兴奋性最高的那部分神经和肌肉发生兴奋)的刺激强度称阈值，随着刺激强度的增加，参加反应的神经和肌肉增加，肌肉的收缩程度也相应逐步增大，这时的刺激

强度称为阈上刺激，当刺激增大到某一数值时，肌肉出现最大的收缩反应。如再增加刺激强度，肌肉的收缩反应不再增大，这种能引起肌肉发生最大收缩反应的最小刺激，称为肌肉收缩的最大刺激。 【实验对象】 蟾蜍(或蛙)。

【器材和药品】 制作坐骨神经腓肠肌标本的全部手术器械(见实验1)、肌槽(肌动器)、张力换能器、刺激输出线、具有微调升降功能的支架、双凹夹、任氏液。 【操作步骤】

(1)制作坐骨神经腓肠肌标本(见实验1)：制备好浸于任氏液数分钟后备用。 (2)安放标本：将标本的股骨残端插入肌动器的螺丝孔内将其固定，将扎在肌肉跟腱上的线缚在张力换能器的受力片上，调整张力换能器的高度，使肌肉处于自然拉长的长度(松紧合适)，用双凹夹将换能器固定于支架上。坐骨神经干置于肌槽的刺激电极上。(图5-7)

图5-7坐骨神经腓肠肌标本与肌动器、张力换能器的连接

(3)调整记录装置：

①打开生物信号记录分析系统。

②“信号输入”→“1通道” →“张力”。

③根据信号图形调整放大倍数（灵敏度），扫描速度。

④设置刺激器：单次，串间隔10ms，强度0，波宽1ms，波间隔0ms，串长1个。设置完毕将刺激输出线连接到肌槽的刺激接线柱上。 系统设置也可选用“实验模块”中“骨骼肌收缩”，将设置中的刺激强度调为零，然后逐渐增大刺激强度，观察记录阈刺激和最大刺激。 【观察项目】

(1)逐渐增大刺激强度，每改变一次刺激强度，开启一次刺激，输出一个设定刺激，当刚出现收缩曲线时，此时的刺激强度为阈值。 (2)继续增大刺激强度，观察刚出现最大收缩高度时的刺激强度，此即最大刺激。 【注意事项】

(1)经常给标本滴加任氏液，保持标本良好的兴奋性。 (2)每两次刺激之间应让标本休息0.5～lmin。

(3)若刺激神经引起肌肉收缩不稳定时，可直接刺激肌肉。 【思考题】

（1）能否以神经干的动作电位，或肌肉的肌电作为指标来测定阈刺激、最大刺激?

（2）骨骼肌的收缩幅度与刺激强度之间有何关系?

实验3 神经干动作电位观察

【实验目的】 观察蛙神经干动作电位波形。

【实验原理】 动作电位是神经纤维兴奋的标志。动作电位产生后会沿着细胞膜扩布，动作电位通过位于神经干表面的引导电极时，便可记录到这种电位波动。根据引导方式的不同，动作电位波形可呈双相或单相。

神经干由许多神经纤维组成，其兴奋阈值、传导速度都不同，本实验引导的是坐骨神经干的复合动作电位，因此，记录到的动作电位的幅度与刺激强度有关，即在阈刺激和最大刺激之间所引导的动作电位幅值随刺激强度的增加而递增。当刺激达到最大刺激时，所有的神经纤维都兴奋，动作电位幅度将达到最大值。 当动作电位先后通过两个引导电极时，可记录到两个方向相反的电位偏转波形，称双相动作电位。如果两个引导电极之间的神经组织有损伤，兴奋波只通过第一个引导电极，不能传导到第二个引导电极，则只能记录到一个方向的电位偏转波形，称为单相动作电位。 【实验对象】 蟾蜍(或蛙)。 【器材和药品】 制作坐骨神经干标本的全套手术器械(见实验1)、神经屏蔽盒、生物电引导线、刺激输出线、任氏液、1mol/L KCl、2%普鲁卡因、滤纸片。 【操作步骤和观察项目】

(1)制备坐骨神经干标本。制备方法和制备坐骨神经腓肠肌标本类似。沿脊柱两侧用玻璃分针分离坐骨神经，于靠近脊柱处穿线、结扎、剪断。轻轻提起结扎线，逐一剪去神经分支。当坐骨神经游离到膝关节处后再向下继续剥离，在腓肠肌两侧肌沟内找到胫神经和腓神经，剪去任一分支，分离留下的一支直到足趾，尽可能分离长一些，用线结扎，在结扎的远端剪断。坐骨神经在经过膝关节时，上面覆盖有肌腱和肌膜，分离时切勿剪断或损伤神经。标本制成后，浸于任氏液中数分钟，使其兴奋性稳定后备用。

(2)将神经干标本置于神经屏蔽盒中，神经干的中枢端（粗端）置于刺激电极位置，外周端（细端）置于引导电极。

图5-8 刺激输出线、生物电引导线与神经标本屏蔽盒的连接

(3)打开多媒体生物信号记录分析系统。在第一次做该实验时直接进入“实验模块”，选择“动作电位”。熟悉后可进入通用程序。

①“信号输入”→“通道1” →“动作电位”。如果动作电位波形有毛刺样干扰，可选50Hz滤波。

②扫描方式：“实验设置”→“触发显示方式”。

③根据信号图形调整放大倍数（灵敏度），扫描速度。 ④刺激设置：单次、强度0.6V、波宽0.05ms。

开启刺激，这时可以看到动作电位波形，根据波形大小重新调整参数：

如果伪迹很大，可用1cm×lcm大小的滤纸片，用任氏液浸湿后，放在地线位置处的神经上，可大大减小刺激伪迹。

(4)改变生物电引导线的位置，观察动作电位的波形有无改变，把神经干标本放置方向交换，观察动作电位的波形有无改变。

(5)将刺激强度设成0，然后逐渐增大强度，寻找阈刺激和最大刺激，观察动作电位的波形有无改变。

(6)将引导电极和刺激电极的距离尽可能变大，观察动作电位波形有无分离。 (7)用1mol/L KCl溶液滤纸片贴在外周端的引导电极上，观察电位波形有无改变。 (8)用任氏液洗去KCl，观察动作电位波形有无改变。

(9)用2%普鲁卡因滤纸片贴在刺激电极和引导电极之间，观察动作电位波形是否出现。

(10)洗去普鲁卡因，观察动作电位波形是否重新出现。

(11)用镊子将两个记录电极之间神经夹伤，观察动作电位波形有何改变。 【注意事项】

(1)制备坐骨神经干标本时，应尽量除尽附着的血管、神经。神经干两端应用线扎紧，浸于任氏液中备用，取神经干时须用镊子夹持两端结扎线，切不可直接夹持神经干。

(2)经常保持神经标本湿润，(可置一小片湿纱布)，但液体不宜过多，以免短路。 (3)注意使神经标本与刺激电极和引导电极密切接触。

(4)两刺激电极间距离不宜太近，因其间神经干电阻太小，甚至可导致两电极间近于短路，损坏刺激器。

(5)神经屏蔽盒用后应清洗干净，尤其是刺激电极和引导电极，否则残留盐溶液会导致电极腐蚀和导线生锈。 【思考题】

（1）试解释神经干动作电位幅度随刺激强度增大而增大的原因。为什么到最大刺激后，动作电位幅度不再增加。

（2）试述单、双向动作电位的产生原理，两种电位在时程和幅度上有何不同? （3）记录神经干动作电位时，为什么常在中枢端给予刺激，而在外周端引导动作电位?

（4）解释在引导电极上放置KCl滤纸片记录到的动作电位波形变化。

（5）解释在刺激电极和引导电极之间放置普鲁卡因滤纸片对动作电位的影响。 （6）解释在两个引导电极之间夹伤神经对动作电位波形的影响。

图5-9 蛙神经干双向动作电位

实验4 神经干兴奋性不应期的测定

(5)配制草酸盐抗凝剂：取草酸钾0.8g加草酸铵1.2g加蒸馏水至100ml。配成溶液后，每1ml血液可用0.1ml混合草酸盐抗凝剂，将抗凝剂加入分血管内，均匀沾遍分血管管壁，置于60℃～80℃烘箱中烘干备用。

(6)采血：按分血管刻度采血。打开动脉夹，动脉血流入分血管，尽量精确至刻度处。轻轻摇晃使血液与抗凝剂充分混合。

(7)离心：开动离心机时，速度由慢至快，逐渐达到3 000转/min，离心30min后，再由快转慢，最后停止。 (8)取出分血管，此时上面是淡黄色血浆，下面是红细胞，分界处有一白色薄层，是白细胞和血小板，观察血细胞占全血的容积百分比的刻度数。 【注意事项】

(1)实验应在2h内完成，以免发生溶血和水分蒸发，影响结果的准确性。 (2)实验后及时清洗用具。

(3)烘箱温度不宜高于80℃，以免抗凝剂发生化学变化失去抗凝作用。 【思考题】

（1）草酸盐抗凝血的机制是什么?

（2）哪些情况可能导致血细胞比容改变？

实验9 红细胞渗透脆性试验

【实验目的】 学习测定红细胞脆性的方法，观察不同浓度的低渗盐溶液对红细胞形态和容积的影响。加深理解细胞外液渗透张力对维持红细胞正常形状与功能的重要性。

【实验原理】 红细胞细胞膜对水有通透性，但对无机离子通透性很低。将红细胞置于不同浓度的低渗盐溶液中，可以检查红细胞膜对低渗盐溶液的抵抗力，这种抵抗力的大小，可以作为红细胞渗透脆性的指标。抵抗力小，表示渗透脆性大；反之，表示脆性小。开始出现溶血的NaCl溶液浓度，为该血液标本红细胞的最小抵抗力，即最大脆性(通常在0.40%～0.44%之间)这表示那些脆性最大的红细胞开始破裂；出现完全溶血时的低渗NaCl溶液，则为该血液红细胞的最大抵抗力，即最小脆性(通常在0.32%～0.36%之间)。这表示脆性最小的红细胞完全破裂。生理学上将使红细胞能保持正常形状和容积的溶液称为等张溶液，等张溶液一定是等渗溶液。但等渗溶液(如1.9%尿素溶液)并不一定就是等张溶液。 【实验对象】 家兔。

【器材和药品】 试管架、小试管(10mm×75mm)15支、2ml吸管4支、5ml注射器、8号针头、干棉球、显微镜、载玻片、盖玻片、1%NaCl、0.85%NaCl、蒸馏水、1.9%尿素溶液。 【操作步骤和观察项目】

(1)制备低渗盐溶液：取干净小试管12支，依次编号排列在试管架上，按下表分别用二支2ml吸管向各小试管内加入1%NaCl和蒸馏水，混匀，即得到从0.68%～0.24%的12种不同

浓度的低渗NaCl溶液。

表5-1 低渗NaCl溶液的配置

试管编号 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 1%NaCl

(m1) 1.7 1.6 1.5 1.4 1.3 1.2 1.1 1.0 0.9 0.8 0.7 0.6

蒸馏水

(m1) 0.8 0.9 1.0 1.1 1.2 1.3 1.4 1.5 1.6 1.7 1.8 1.9 NaCl

浓度(%) 0.68 0.64 0.60 0.56 0.52 0.48 0.44 0.40 0.36 0.32 0.28 0.24

(2)再准备3支试管，分别加入lml 0.85%NaCl，lml l.9%尿素溶液，lml蒸馏水。 (3)采血：用5ml注射器在家兔耳缘静脉取血lml，用干棉球止血。(如是与“血细胞比容测定”同时做，可在上述实验的颈总动脉插管内放血lml) (4)采血后立即向上述15只试管内各加血一滴，血滴的大小要尽量保持一致，轻轻混匀。

(5)先观察加入0.85%NaCl溶液，1.9%尿素溶液，蒸馏水三试管的变化，无色的溶液是否会变色?其余试管静置1小时再行观察。可有以下情况出现：

①试管内液体完全变为透明红色，管底无细胞，说明红细胞全部破裂，称为完全溶血。

②试管内液体底部为混浊红色，表示有未破裂的红细胞，而上层出现透明红色，表示有部分红细胞破裂，释放了其中血红蛋白的称为不完全溶血。 ③试管内液体底部为混浊红色，上层为无色透明液体，说明红细胞完全没有破裂。 (6)记录该血液标本的红细胞脆性范围(即开始出现溶血时的NaCl溶液浓度与完全溶血

时的NaCl溶液浓度)。

(7)取0.85%NaCl中红细胞以及未完全溶血的低渗盐溶液中红细胞，放在载玻片上，盖上盖玻片，在显微镜下观察红细胞形态，比较其差别。 【注意事项】

(1)配制不同NaCl溶液时应力求准确。 (2)滴加血液时应尽量使滴加血量准确。 【思考题】 （1）为什么红细胞在一定范围内对低渗溶液有一定抵抗力?其他细胞也有这么好的抵抗力吗?

（2）同一个体的红细胞的渗透脆性为何不同?

（3）为什么红细胞在等渗尿素溶液中会迅速发生溶血? （4）红细胞渗透脆性有何生理意义和临床价值?

实验10 红细胞沉降率试验

【实验目的】 学习红细胞沉降率的测定方法 【实验原理】 红细胞是血液中数量最多的有形成分，红细胞在血液中比重最大，因而在体内抽出经过抗凝处理静置的血液中红细胞应该下沉，而在其上部析出血浆。但红细胞在血浆中沉降速度很慢，我们称之为红细胞的悬浮稳定性。通常以第1小时末红细胞下沉的距离(即析出的血浆高度)表示红细胞沉降的速度，称为红细胞沉降率，简称血沉，健康人的血沉在一个较小的范围内波动。许多病理情况下(如活动性结核，急性风湿热，癌症)血沉可明显增快，因此红细胞沉降率的测定具有临床诊断意义。 【实验对象】 家兔。

【器材和药品】 血沉管、固定架、小试管、试管架、5ml注射器、3.8%枸橼酸钠溶液。

【操作步骤和观察项目】

(1)在小试管中加入3.8%枸橼酸钠溶液2ml。

(2)兔耳缘静脉取血2ml准确地将1.6ml注入小试管内，轻轻混匀，使血液和抗凝剂充分 混合。

(3)取干燥的血沉管1支，从小试管内吸血到刻度“0”处，拭去管口外面的血液，垂直地竖立在固定架的橡皮垫上，固定在支架上，勿使血液由管下端漏出，注意血沉管不能稍倾斜，管内不应有凝血块和气泡。

(4)静置1h后，读取析出血浆高度即红细胞下降的mm数，即为红细胞沉降率(mm/h)。

(5)小心取下血沉管，即时冲洗晾干。 【注意事项】

(1)抗凝剂应新鲜配置。

(2)所有器具均应清洁、干燥。

(3)自采血起，整个实验应在2h内完成。

(4)沉降率与温度有关，一定范围内，温度越高沉降率越快，故应在20～22℃室温下进行。

(5)红细胞沉降率的正常范围，男性为0～15mm/h女性为0～20mm/h。 【思考题】

（1）为什么在某些疾病时红细胞下沉显著加快? （2）血沉的生理变化如何?

实验11 血液凝固

【实验目的】 了解血液凝固的基本过程以及加速、延缓和防止血液凝固的因素。 【实验原理】 血液凝固是一种发生在血浆中的由多种凝血因子参与的生物化学反应过程。分为三个阶段：

凝血酶原激活物的形成

凝血酶原 凝血酶 (因子Ⅱ)

纤维蛋白原 纤维蛋白 (因子Ⅰ)

不溶的纤维蛋白网罗了血细胞，结果是血液由流体状态转变为胶胨状态，形成了血凝块。

凝血酶原激活物的形成依赖于X因子激活，而X因子的激活可分为内源性和外源性两个途径，由此将血液凝固分为内源性和外源性两个凝血系统。前者指参与凝血过程的全部物质均存在于血液之中，后者指有血管外的其他组织的凝血因子参与。此外，血液凝固还受温度、接触面光滑程度的影响。

【实验对象】 家兔。 【器材和药品】

(1)哺乳类动物手术器械一套(见实验8“血细胞比容测定”)。

(2) 10ml注射器、6号针头、试管架、小试管6支、50ml小烧杯2个、lOOml烧杯、吸管、滴管、恒温水浴器、带橡皮刷的玻棒或竹签、棉花少许。 (3)25%氨基甲酸乙酯、1/40M CaCl2溶液、肝素8u/m1、草酸钾1～2mg、石蜡油、碎冰块。

【操作步骤和观察项目】

(1)按“血细胞比容测定”实验的方法麻醉、固定家兔，切开颈部皮肤，分离皮下组织，插气管插管，分离颈总动脉并插入动脉插管，需要放血时打开动脉夹放血。

(2)观察纤维蛋白原在凝血过程中的作用：取兔动脉血约lOml，分盛于两只小烧杯内，一杯静置，另一杯用带有橡皮条的玻棒或粗糙的竹签搅拌。5分钟后，取出玻棒或竹签，用水冲

洗，观察缠绕在玻棒上的纤维蛋白。比较两个烧杯的血液是否发生血液凝固。 (3)观察影响血液凝固的因素：取干燥小试管6支，按下表安排不同的实验条件。放开动脉夹取血lOml，分装于上述试管中，每管约1.5ml，并立即开动秒表，每30秒倾斜试管一次，直至血液凝固不再流动，记下血液凝固的时间。 实验条件 制作方法 血液凝固时间 粗糙面 1．试管内放棉花少许 2．试管内预先用石蜡油润滑内壁 温度 1．保温于37℃水浴槽 2．放于冰水浴槽中

抗凝剂 1．加肝素8单位，摇匀 2．加草酸钾1～2mg，摇匀

(4)如果肝素管及草酸钾管不出现血凝，两管各加入25mmol/L CaCl22～3滴，观察血液是否会凝固。

【注意事项】 颈总动脉放血时，颈动脉插管中预留的血液弃之不用，取血管内流出的新鲜血液。 【思考题】

（1）肝素抗凝和草酸钾抗凝的机制有何不同?

（2）临床上外科手术时用温热生理盐水纱布按压出血部位止血的机理是什么?

实验12出血时间测定

【实验目的】 学习出血时间的测定方法。

【实验原理】 出血时间是指从针刺使皮肤毛细血管破损后，血液自行流出到自行停止的一段时间。当毛细血管和小血管受伤时，受伤的血管可立即收缩，局部血流减慢，促使血小板粘着于血管的破损处，同时血小板释放出血管活性物质，加强血管的收缩和血小板的聚集。故测定出血时间可了解血管功能和血小板功能(包括质和量)是否正常。

正常人的出血时间约1～4min，出血时延长常见于血小板数量减少者。 【实验对象】 人。

【器材和药品】 消毒采血针、滤纸条、秒表、消毒棉球、75%酒精。 【操作步骤和观察项目】

(1)以75%酒精棉球消毒耳垂或指端，用消毒采血针刺入2～3mm深，让血液自然流出，勿施加压力，自血液自然流出时起计算时间。

(2)每隔半分钟用滤纸吸干流出的血液一次。注意吸水纸勿接触伤口。 (3)计算出血时间：用滤纸上的血点数除以2即为出血时间。 【思考题】

出血时间延长的患者，血液凝固的时间是否一定会延长?

实验13凝血时间测定

【实验目的】 学习凝血时间测定方法。

【实验原理】 从血液离体至完全凝固所需的时间称为凝血时间。本次实验中血液离体后接触玻璃片(带负电荷)凝血过程始动，一系列凝血因子被激活，最后使纤维蛋白原转变为纤维蛋白。

凝血时间反映血液本身的凝血过程是否正常，凝血因子缺乏或严重的血小板减少，均可使凝血时间延长，正常人的凝血时间玻片法约2～8min，试管法为4～12min。 【实验对象】 人(玻片法)、家兔(试管法)。

【器材和药品】 消毒采血针、玻片、秒表、试管架、小试管3支、5ml注射器2付、6号针头、消毒棉球、消毒棉签、75%酒精。 【操作步骤和观察项目】

(1)玻片法：以75%酒精棉球消毒耳垂或指端，用消毒采血针刺入2～3mm后，让血液自然流出，用干棉球轻拭去第一滴血，待血液重新流出时，以清洁、干燥的玻璃片接取血液一大滴，立即开始计时，于2分钟后，每隔半分钟用针尖挑血一次，直至挑起细纤维蛋白丝为止，所需时间即为凝血时间。

(2)试管法：将三支清洁、干燥小试管，排列于试管架上，以双空针法在兔耳缘静脉采血(当

血液进入第一个注射器后，不要拔出针头，立即换另一个注射器)。开始计时，抽血3ml，取下注射针头，沿管壁平均缓缓注入3支小试管中，血液离体4min后，每隔半分钟将第一管倾斜一次，观察血液是否流动，待第一管血液凝固后，再依次观察第二管、第三管，以第三管的凝固时间作为凝血时间。 【注意事项】

(1)用针挑血时应沿一定方向自血滴边缘向里轻挑，半分钟一次，勿多方向挑动，以防破坏血液凝固时的纤维蛋白网状结构而造成不凝的假象。

(2)如同时作出血时间、凝血时间测定，一般在不同部位刺二针分别进行，但如果第一针自然流血较多，也可接一大滴作凝血时间测定，半分钟后用滤纸吸血测定出血时间。

(3)采用试管法时，试管必须清洁、干燥，内径一致，静脉采血要顺利，不得混入组织液，血液不能产生泡沫，倾斜试管的动作要轻，角度要小。 【思考题】

试管法主要是反映内源性凝血还是外源性凝血?

实验14 ABO血型鉴定与交叉配血

【实验目的】 学习用标准血清鉴定ABO血型的方法，观察红细胞凝集现象。加深理解输血前认真进行血型鉴定和交叉配血试验的意义。

【实验原理】 血型就是红细胞膜上特异抗原的类型，血型分型的依据就是检查红细胞膜上特殊抗原(凝集原)的类型。在ABO血型系统中，标准血清是指用有较

高效价的A型血和B型血制作的血清，利用A型标准血清(含抗B抗体，即抗B凝集素)和B型标准血清(含抗A抗体，即抗A凝集素)分别与受试者的红细胞混合，观察有无红细胞凝集现象，即可判定红细胞膜上所含的凝集原，从而确定其血型。在血型确定后，临床输血时尚需将同型血进行交叉配血，如无凝集现象，才能进行输血。

交叉配血试验是将供血者的红细胞与受血者的血清混合(称为交叉配血试验的主侧)，再将供血者的血清和受血者的红细胞混合(称为交叉配血试验的次侧) 。若主侧、次侧均无凝集，称完全配合，可安全输血。如主侧不凝，次侧凝，有条件时最好换一个血再作交叉配血，无条件换血则只能少量、缓慢输血。如主侧凝集，则绝对不能输血。 【实验对象】 人。

【器材和药品】 消毒采血针、注射器及针头、消毒棉签、消毒棉球、玻片、小试管、牙签、离心机、蜡笔、显微镜、碘酒、75%酒精、生理盐水、A型及B型标准血清、滴管。

【操作步骤和观察项目】 (一)ABO血型鉴定

(1)取A型、B型标准血清各1滴，分别滴在玻片的两端，分别标明A和B。 (2)用75%酒精棉球消毒耳垂或指尖，用消毒采血针刺破皮肤，取1～2滴血于盛有lml生理盐水的小试管中混匀，制成红细胞悬液，然后用消毒干棉球堵住针孔以防继续出血。

(3)用滴管吸取红细胞悬液，分别滴一滴于玻片上的血清中，注意勿使滴管尖端和血清相接触，用二支牙签分别混匀。(如出血量少，亦可分别用二支牙签将血直接刮下，与玻片上的血清混匀。注意已经接触过血清的牙签不得再接触伤口血液。)

(4)10min后，用肉眼观察有无红细胞凝集反应，如无凝集反应，再用清洁牙签混合。30min后，再在显微镜低倍镜下观察，根据凝集情况确定被检查者血型。

图5-14 ABO血型检查结果示意图 (二)交叉配血 1．玻片法

(1)选取二名ABO血型相同的受试者，确定一名为受血者，一名为供血者。 (2)碘酒、酒精消毒皮肤，用消毒的干燥注射器分别抽取供血者、

受血者静脉血各2ml，将其中1～2滴加入

装有lml生理盐水的小试管中制成红细胞悬液，其余血液装入另一小试管中，待其凝固后离心析出血清备用。在试管上标上供血者、受血者标记。

(3)在玻片两端分别标上“主”、“次”字样，在主侧分别加上供血者红细胞悬液和受血者血清各1滴，在次侧分别滴加供血者血清和受血者红细胞悬液各1滴，分别用牙签混合。15min后观察结果，如两侧均无凝集表示配血相合。 2．试管法 取试管2支，分别标上“主”、“次”字样，按玻片法加入相应内容，混匀后离心1min(1 000r/min)，取出观察结果。 【注意事项】

(1)标准血清的瓶盖切勿盖错，吸红细胞悬液的滴管切勿混用，搅拌用的牙签，用后即弃，不得互相污染或混淆使用。

(2)红细胞悬液和标准血清须新鲜，否则易出现假阳性反应(凝集)。 (3)红细胞悬液不能太淡，否则可出现假阴性反应。 (4)凝集出现时间长短与红细胞膜上凝集原数量有关，例如与基因组合状况有关，同是A型，但基因型的AA型比AO型的A型凝集原多，因而凝集现象出现快。肉眼难以辨别凝集的应在显微镜下观察。 【思考题】

（1）如无标准血清，仅知某人的血型是A型或B型，可否利用这一条件鉴定一未知血型?

（2）为什么在血型相同的人之间进行输血，也要进行交叉配血试验? （3）同一个供血者和受血者，第二次输血时还要作交叉配血试验吗?

三、循 环

实验15 蛙心起搏点分析

【实验目的】 通过结扎阻断窦-房兴奋传导或房-室兴奋传导，观察蛙心起搏点和心脏不同部位自律细胞自律性高低，以及温度对它们的影响。

【实验原理】 心脏的特殊传导系统具有自律性，不同部位的自律细胞自律性不同。哺乳类动物窦房结自律性最高，房室交界次之，心肌传导细胞最低。窦房结主导整个心脏的节律性兴奋和收缩，称为正常起搏点。两栖类动物心脏的正常起搏点是静脉窦，由于两栖类心脏对 环境的要求低，故常选作实验动物。 【实验对象】 蟾蜍（或蛙）。

【器材和药品】 蛙类手术器械一套(见实验1)、蛙心夹、小试管、试管夹、酒精灯、水温温度计、滴管、任氏液。 【操作步骤和观察项目】

(1)取蛙一只，用探针破坏脑和骨髓，仰位固定在蛙板上。用粗剪刀剪开胸部皮肤并沿中线剪开胸骨，将胸骨向两侧牵拉，充分暴露心包和心脏。

(2)用眼科剪剪开心包膜，暴露心脏，识别左、右心房、心室、动脉圆锥、主动脉干。

(3)用玻璃分针将心脏向上翻转，在背面可见搏动的静脉窦、心房和心室。注意在静脉窦与心房交界处有一半月形白线，即窦房沟。

图5-15 蟾蜍的心脏结构示意图

(4)观察静脉窦和心房、心室的跳动，并计数其跳动次数。

(5)用盛有35～40℃热水的小试管分别依次接触心室、心房和静脉窦以提高它们的温度，同时分别观察记录心跳频率的变化。

(6)在静脉窦和心房之间穿一丝线，在窦房沟部结扎以阻断窦-房传导，观察心房和心室跳动是否暂时停止?待心房和心室恢复跳动后，静脉窦、心房和心室跳动频率有何变化?

(7)在房室沟处穿一丝线，将房室沟结扎，以阻断房-室兴奋传导，观察心室是否暂时停止跳动，待心室恢复跳动后，分别记录静脉窦、心房、心室的跳动频率。由此得出结论，心脏的起搏点位于何处? 【注意事项】

(1)破坏中枢应彻底，防止上肢肌紧张，影响暴露视野。 (2)剪开心包应仔细，勿伤及心脏和大血管。 (3)实验中随时用任氏液润湿心脏表面。

(4)局部加温时温度不宜过高，以防损伤心肌。

(5)沿静脉窦边缘结扎时，扎线应尽量靠近心房端，以免损伤静脉窦或将部分静脉窦残留，影响实验结果。

(6)结扎后如心房和心室停跳时间过长，可用玻璃分针给心房和心室一机械刺激，或对心

房、心室加温，促进心房和心室恢复跳动。 【思考题】

（1）根据蛙心静脉窦、心房、心室三者的不同收缩频率，可说明蛙心起搏点位于何处?

（2）为什么在刚结扎的时候，结扎下方的部分停止收缩，而后又会重新恢复跳动?

实验16 期前收缩与代偿间歇

【实验目的】 学习记录在体蛙心心跳曲线(心肌收缩曲线)的方法，观察在心肌收缩的不同时期给心脏以额外刺激后的反应，以了解心肌兴奋性变化的特征。 【实验原理】 心肌每发生一次兴奋后，其兴奋性会发生一系列周期性变化。与其他可兴奋组织相比，其特点是有效不应期特别长，几乎相当于整个收缩期和舒张早期。因此，在心肌的收缩期及舒张早期给予任何强大的外加刺激都不能引起心肌兴奋和收缩。心肌的相对不应期在其舒张中期，在此期给心脏一个较强刺激，可引起一个提前出现的兴奋和收缩，称期前兴奋和期前收缩。期前兴奋也有一个有效不应期。随后到达的正常起搏点的兴奋(窦性兴奋)往往正好落在期前兴奋的有效不应期内，因而不能引起心室肌兴奋和收缩，必须等到下一次正常起搏点的兴奋传来时才发生兴奋。因而在一次期前收缩之后，往往有段较长的心脏舒张期，称为代偿间歇。

【实验对象】 蟾蜍(或蛙)。

【器材和药品】 蛙类手术器械（见实验1）、张力换能器、刺激输出线、万能支架、连有细线和焊有漆包线的蛙心夹、双凹夹、任氏液。 【操作步骤和观察项目】

(1)破坏蟾蜍的脑和脊髓，用大头针背位固定四肢于蛙板。

(2)自剑突两侧下颌角方向剪开胸部皮肤，用镊子提起胸骨，剪开两侧肌肉，再伸入胸腔，剪去胸骨，注意勿伤及心脏、血管。用镊子提起心包膜，剪开心包膜暴露心脏。

(3)将连有细线和焊有漆包线的蛙心夹在心舒期夹住蛙心尖少许。

(4)将蛙心夹上细线连在张力换能器的受力片上。上移换能器，使线绷垂直，观察张力换能器上受力片轻微移动（图5-16）。张力换能器的插头插入1通道插孔。

图5-16 期前收缩装置

(5)打开多媒体生物信号记录分析系统。 初次实验可直接进入“实验模块”中。 ① 选择实验模块中期前收缩和代偿间歇 ②刺激设置：单刺激、强度3V、波宽l0ms。 熟悉后可进入通用程序。 ①通道1选张力。

②根据信号图形适当调整放大倍数、扫描速度。 ③设置刺激器：单刺激，强度3V，波宽l0ms。

（6）调整张力换能器位置，进一步拉紧连接心尖与张力换能器的丝线，根据屏幕上的曲线调整灵敏度。曲线上升支为收缩期，下降支为舒张期。

（7）开启刺激，将刺激输出电极先在骨骼肌上检查，确定有刺激输出，然后停止刺激，将输出线红线连在蛙心夹上的漆包线上(连接处应预先刮去漆层)，白线夹在蟾蜍伤口处皮肤上。开始观察记录。

（8）开启刺激，观察当刺激分别落在心肌收缩曲线的各个部位时，是否有期前收缩和代偿间歇出现，如未出现，可适当调节刺激的强度和波宽。 【注意事项】

(1)破坏脑和脊髓应完全，以免实验中动物活动影响曲线记录。 (2)随时用任氏液润湿心脏。

(3)注意保护张力换能器，不要过分牵拉，轻轻地提起心脏。 (4)注意安放在心室上的刺激电极应避免短路。

(5)正式刺激心脏时，应先在骨骼肌上检查刺激是否有输出以及输出的大小。 【思考题】

（1）破坏脑和脊髓后，心脏为何还会跳动? （2）期前收缩后是否一定出现代偿间歇?

（3）实验中可否同时记录心电图?如可，应如何操作?

实验17蛙心电图记录

【实验目的】 观察蛙心电图波形，观察记录位置对心电图波形的影响。

【实验原理】 心脏的电变化可通过导电的体液传导到体表，若将引导电极置于体表不同部位，便能记录心电活动的图形，这就是心电图。 【实验对象】 蟾蜍(或蛙)。

【器材和药品】 蛙类手术器械（见实验1）、心电导联线、任氏液。 【操作步骤和观察项目】

(1)破坏蟾蜍的脑和脊髓，用大头针背位固定四肢于蛙板上，再用1颗大头针插入蟾蜍胸前的皮下，不要扎进肌肉。

将心电导联线的插头插入心电输入口（MS2000和MS4000），心电导联线分别接在蟾蜍四肢和胸前的大头针上（红线接右前肢，黄线接左前肢，绿线接左后肢，黑线接右后肢，白线接胸前）。 ASB240U系统采用生物电引导电极。 (2)打开多媒体生物信号记录分析系统。

1通道信号选“心电”，根据波形情况调整增益。 （3）顺次序观察记录I、Ⅱ、Ⅲ导联。 【注意事项】

(1)破坏脑和脊髓应彻底，使其肌肉完全松弛，以避免肌电干扰。 (2)记录信号不好时，可轻刮大头针，以使导电良好。

(3)如用小鼠记录心电图，可先将小鼠用0.3%戊巴比妥钠腹腔注射麻醉，按l0ml/kg剂量腹腔注射，每只约0.2～0.4ml。

(4)如用家兔记录心电图，用3%戊巴比妥钠按1ml/kg剂量耳缘静脉麻醉。 【思考题】

（1）从肢体或体表为什么能引导记录出心脏的电活动变化？

（2）同一心脏的电活动变化为什么在不同导联的心电图波形不相同？

实验18蛙心容积导体实验

【实验目的】 了解容积导体的概念，观察心脏位置对心电图波形的影响。

五、消 化

实验29 消化道平滑肌的生理特性

【实验目的】 利用哺乳类动物离体小肠进行灌流，观察小肠平滑肌的一般生理特性以及内环境变化对收缩的影响。 【实验原理】 离体小肠如能置于相当于其内环境的灌流液中(哺乳类动物离体小肠采用台氏液)，仍能在一段时间内保持正常功能。可观察到小肠平滑肌的自律性收缩。当内环境变化时，这种收缩的形式和程度都会发生变化。 【实验动物】 家兔。 【器材和药品】 恒温平滑肌槽(或麦氏浴槽)、张力换能器、万能支架、螺旋夹、双凹夹、台氏液、无钙台氏液、O2球囊、肾上腺素(0.01%)、乙酰胆碱(0.01%)、阿托品、普萘洛尔、1mol/l NaOH、1mol/L HCl。 【操作步骤】

(1)准备恒温平滑肌槽：恒温平滑肌槽的主要部分是一个允许台氏液循环的一个带有侧管的玻璃管。该玻璃管置于恒温水浴中。水浴内温度恒定在38～39℃之间。用充满O2的球囊，经胶管缓慢地向浴槽底部通02。

(2)制备离体小肠标本：用木槌猛击兔头枕部，使其昏迷，打开腹腔，在胃与十二指肠交界处用线结扎，将与肠管相连的肠系膜沿肠缘剪去，在近胃侧剪断肠管，向下取出约20cm长的肠管。把离体肠管在4℃左右的台氏液中洗净，用注射器抽取台氏液冲洗肠腔，然后将肠管剪成2～3cm的小段，浸泡于4℃台氏液中备用。

(3)取一段制备好的肠段，两端用线结扎，一端系于浴槽内玻璃管的标本固定钩上，另一端系于张力换能器上，适当调节万能支架的高度，使肠段勿过紧或过松。注意勿与周围管壁接触。

(4)仪器调试：将张力换能器输入端插入生物信号记录分析系统。信号输入选肌张力，调节灵敏度，以能记出自动收缩曲线为好。 【观察项目】

(1)记录小肠平滑肌的自动收缩曲线。注意观察收缩的频率和收缩的幅度。 (2)在槽内加入0.01%肾上腺素1～2滴，观察小肠收缩有何变化。待作用出现后，立即用新鲜38℃台氏液冲洗，使小肠收缩恢复正常。

(3)加入0.01%乙酰胆碱1～2滴，作用出现后，迅速按上法冲洗。

(4)先加入0.01%阿托品2～4滴，2min后，再加入0.01%乙酰胆碱1～2滴，观察小肠活动情况，并与上一项进行比较。作用出现后立即进行冲洗。

(5)先加入普萘洛尔lmg，2min后，加0.01%肾上腺素1～2滴，观察小肠活动情况，并与第2项进行比较。迅速冲洗直至小肠运动恢复正常。

(6)加入1mol//L NaOH 2～3滴，观察小肠收缩情况，出现变化后立即冲洗使其恢复正常。

(7)加入1mol/L HCl 2～3滴，观察小肠收缩变化，冲洗肠段，使其恢复正常。 (8)用无钙台氏液冲洗小肠(尽量充分冲洗)，观察小肠收缩。

(9)用0.01%乙酰胆碱2～3滴滴入，观察小肠运动变化。如仍无变化，再用含钙台氏液冲洗，直至收缩恢复。

(10)再次加入0.01%乙酰胆碱，观察收缩是否加强。

(11)降低麦氏浴槽水浴温度至25℃，观察小肠收缩情况，再将温度升至38℃，观察小肠收缩情况。 【注意事项】

(1)兔先禁食一段时间，实验前1小时饲喂青菜，肠运动情况较好。

(2)每次加药液之前，准备好38℃的新鲜台氏液，效果出现后，立即进行充分冲洗。每次实验记录时，台氏液的液面须保持一致。

(3)上述加药量系参考值，可根据玻璃槽内台氏液的多少以及肠管的兴奋性变化而增减。

(4)通O2速度不宜太快，以看到单个气泡陆续出现为宜。不要因为O2的进入影响小肠运动的记录。 【思考题】

(1)离体小肠的运动和离体蛙心的收缩对环境所需条件有何不同? (2)Ca2+在小肠收缩中有何作用?

实验30胃肠运动的观察

【实验目的】 通过描记兔在体胃内压力的测定，了解胃的运动情况及其调节机制；同时可在胃肠表面滴加化学物质，以观察对胃肠运动的影响。

【实验原理】 胃肠平滑肌都有自动节律性。当其发生自发运动时可以出现胃肠压力的变化。可以以胃内压力为指标，观察胃的运动情况。在整体情况下，胃肠运动接受自主神经系统的控制和体液因素的影响。 【实验动物】 家兔。

【器材和药品】 兔手术台、哺乳类动物手术器械（见实验8）、刺激输出线、保护电极、压力换能器、带气囊的导尿管、注射器(20ml、5m1)、滴管、20%氨基甲酸乙酯(或3%戊巴比妥钠)、0.01%乙酰胆碱、0.01%肾上腺素、阿托品、生理盐水。

【操作步骤】 (1)称重、麻醉、固定：用3%戊巴比妥钠按lml/kg（或20%氨基甲酸乙酯5ml/kg）耳缘静脉注射麻醉，背位固定。

(2)颈部手术：插好气管插管，分离出左侧迷走神经，穿线备用。

图5-23 离体肠段灌流装置

(3)描记胃运动：将前端缚有小气囊的导尿管由口腔经食管插入胃内，随时注意兔呼吸变化，防止插入气管，一般插入约20cm即进胃内。将导尿管的另一端放入水中，没有气泡发生，家兔呼吸平稳，表示未误入气管。用三通管向气囊内打

入气体，使囊内压力上升到7～8mmHg，用压力换能器将气囊内压力输入生物信号记录分析系统。 (4)仪器调试：

①打开生物信号记录分析系统。

②输入信号的选择:“信号输入”→“通道1或者其他通道”“实验项目：压力”。

③根据信号图形适当调整放大倍数、扫描速度。

④刺激设置：连续串刺激、延时0ms、强度2.0V、波宽20ms、波间隔10ms、串长1个。

【观察项目】

(1)观察基础状态下胃运动波形。

(2)电刺激左侧迷走神经离中端，观察胃运动变化。

(3)耳缘静脉注射0.01%乙酰胆碱0.5ml，观察胃运动的变化。 (4)耳缘静脉注射0.01%肾上腺素0.3ml，观察胃运动变化。

(5)先静脉注射0.5～1.0mg阿托品，观察胃运动变化。再重复观察项目的(2)项和(3)项，观察结果有何不同。

(6)针刺家兔胫前结节下1cm处(相当于人的“足三里”位置)，轻度捻转，观察胃运动的变化。

(7)沿腹正中线切开皮肤，分离皮下组织，沿腹白线打开腹腔，充分暴露胃肠，直接观察胃和小肠的运动。注意胃的形状，紧张度，有无运动；小肠的运动形式，有无分节运动、蠕动。

(8)电刺激迷走神经离中端，观察胃和小肠运动的变化。

(9)直接在胃和小肠表面滴加0.01%乙酰胆碱，观察其运动变化。 (10)直接在胃和小肠表面滴加0.01%肾上腺素，观察胃肠运动变化。 (11)先静注阿托品0.5mg，再刺激迷走神经离中端、观察胃肠运动变化。 【注意事项】

(1)麻醉宜浅，随时用温热生理盐水保持胃肠表面湿润。

(2)每进行一项实验后，应等待胃运动基本恢复稳定，再进行下一项观察。 【思考题】

使用阿托品前后，刺激迷走神经离中端和注射乙酰胆碱的胃运动变化有何不同?机理为何?

实验31胆汁分泌的调节

【实验目的】 学习记录胆汁分泌量的方法，观察迷走神经和体液因素对胆汁分泌的影响。

【实验原理】 胆汁是由肝细胞分泌的。在非消化期，肝胆汁流入胆囊储存。消化期，肝胆汁直接进入十二指肠，同时胆囊胆汁也由于胆囊平滑肌的收缩而进入十二指肠。如用塑料引流管直接插入胆总管，可将进入十二指肠的肝胆汁和胆囊胆汁进行计量。从而观察神经体液因素对胆汁分泌和排出的影响。 【实验动物】 家兔。

【器材和药品】 兔手术台、哺乳类动物手术器械（见实验8）、记滴器、刺激输出线、保护电极、注射器(20ml、5ml、lml)、细塑料管、烧杯、生理盐水、3%戊巴比妥钠(或20%氨基甲酸乙酯)、促胰液素(自制)、胆盐、0.01%乙酰胆碱。 【操作步骤】

(1)称重、麻醉、固定：用3%戊巴比妥钠lml/kg（或20%氨基甲酸乙酯5ml/kg）施行耳缘静脉麻醉，背位固定于手术台上。

(2)颈部手术：沿颈正中线切开皮肤，分离皮下组织，插好气管插管，分离出左侧迷走神经，穿线备用。

(3)胆汁引流：沿剑突下腹正中线切开腹部皮肤，分离皮下组织，沿腹白线打开腹腔。沿胃幽门端找到十二指肠，在十二指肠背面可见一黄绿色较粗的肌性胆总管。仔细分离，避免出血，在胆总管下穿线备用。在靠近十二指肠端的胆总管处剪一斜切口，插入塑料管，用线结扎固定。插入塑料管后，立即可见绿色胆汁顺管流出。如果没有胆汁流出，则可能插到夹层，需取出重插。注意塑料管不要扭曲，应与胆总管相平行。将胆汁引流管插进记滴器。 (4)仪器调试：

①打开生物信号记录分析系统，将记滴器输入端插入生物信号记录分析系统，记滴器输出线与记滴装置连接并置于尿滴位置。 ②设置弹出活动窗口“记滴趋势图参数设置”。

④刺激设置：连续单刺激、延时10ms、强度2V、波宽1ms、波间隔10ms。 【观察项目】

(1)观察正常胆汁分泌数量（滴/min）。

(2)电刺激右侧迷走神经，观察胆汁分泌速度有何变化?

(3)静脉注射用生理盐水稀释一倍的胆汁5ml，观察胆汁分泌速度有何变化? (4)静脉注射0.01%乙酰胆碱0.5ml，观察胆汁分泌速度有何变化? (5)静脉注射自制促胰液素4～6ml，观察胆汁分泌速度有何变化? 【注意事项】

(1)手术操作轻柔，手术中注意止血。

(2)打开腹腔后用温热生理盐水纱布覆盖切口，并随时更换，以保持温度和湿润。 (3)自制促胰液素的方法，两端双结扎兔的十二指肠后取下十二指肠，将肠腔冲洗干净，重新扎好，注入0.5%HCl 50ml。放置2小时，纵向剪开肠壁，平铺在桌面上，刮下粘膜，并置研钵中研磨。将研成的组织匀浆倒入烧杯中，加10% NaOH中和至中性，并用滤纸过滤，滤液中即含有促胰液素，置冰箱中保存备用。 【思考题】

刺激迷走神经离中端可通过哪些机制影响胆汁的分泌?

六、泌 尿

实验32 尿生成的影响因素

【实验目的】 学习记录尿量的方法，观察神经体液因素对尿生成的影响。 【实验原理】 尿的生成是持续不断的。尿的生成包括肾小球的滤过，肾小管和集合管的重吸收、分泌和排泄等过程。肾小球的滤过作用受滤过膜的通透性、肾小球有效滤过压和肾小球血浆流量等因素的影响。肾小球和集合管重吸收受小管液溶质浓度和血液中血管升压素及肾素-血管紧张素-醛固酮系统等因素的影响。凡能影响上述各种因素者，均可影响尿的生成。 【实验对象】 家兔。

【器材和药品】 兔手术台、哺乳类动物手术器械、刺激输出线、动脉夹、动脉插管、酒精灯、试管夹、试管、输尿管插管、输液装置、记滴器、保护电极、注射器(2ml、20m1)、3%戊巴比妥钠(或20%氨基甲酸乙酯)、生理盐水、0.01%去甲肾上腺素、速尿、垂体后叶素、25%葡萄糖、斑氏试剂。 【操作步骤】

(1)麻醉固定：3%戊巴比妥钠lml/kg(或20%氨基甲酸乙酯5ml/kg)耳缘静脉注射。背位固定。在耳缘静脉用输液瓶缓慢输液(或用注射器通过三通管将头皮输液针插入耳缘静脉)，用动脉夹将头皮输液针固定在耳朵上。

(2)沿颈正中切开皮肤，分离皮下组织，插入气管插管。分离出双侧颈总动脉和迷走神经，穿线备用。

(3)将左颈总动脉接上压力换能器，输入1通道以记录血压。 (4)在耻骨联合上方，沿正中线作4cm的皮肤切口，沿腹白线剪开腹壁及腹膜(注意勿伤及腹腔脏器)，找到膀胱翻出体外，在膀胱底部辨认出左、右侧输尿管，钝性剥离、穿线，在靠近膀胱处将输尿管结扎，此时，输尿管将由于尿液不能顺利流到膀胱而充盈，用眼科剪剪一斜口，将塑料管插进输尿管，用线结扎固定。插管的另一端接至记滴器，记滴器进入2通道。 (5)仪器调试：

①打开生物信号记录分析系统。

②输入信号的选择:“信号输入”→通道1选“压力”，通道2选“计数”。 ③刺激设置：连续单刺激、强度3V、波宽1ms、波间隔10ms。 【观察项目】

(1)记录基础尿量和血压。

(2)静脉快速注入37℃生理盐水20ml，观察记录血压、尿量的改变。

(3)电刺激右侧迷走神经离中端5～10s左右，使动脉血压下降至50mmHg，观察血压和尿量的变化。

(4)静脉注射25%葡萄糖液5ml，观察血压和尿量的变化，注射前和注射后分别作尿糖定性实验。

(5)静脉注射0.01％去甲肾上腺素0.5ml，观察血压和尿量的变化。 (6)静脉注射速尿0.5ml(5mg/kg)观察血压和尿量变化。

(7)将输液瓶内液体减至10ml，加入5u垂体后叶素，缓慢滴注(8滴/min)，如血压升高则减慢速度，在血压不升高的前提下，观察尿量和血压的变化。

(8)分离一侧股动脉，插管放血，使动脉血压迅速下降，观察此时尿量随血压的变化。

(9)从输液瓶重输入37℃生理盐水以补充循环血量，观察动脉血压与尿量的变化情况。

观察项目 血压变化 尿量变化（滴/分） 基础尿量 尿糖定性（ ）

静脉快速注入37℃生理盐水20ml， 刺激右侧迷走神经离中端

静注25%葡萄糖液5ml 尿糖定性（ ） 静注0.01％去甲肾上腺素0.5ml 速尿0.5ml(5mg/kg) 静注垂体后叶素5u 股动脉放血20ml 静脉输液20ml 【注意事项】

(1)实验前给家兔多喂青菜，或灌水40～50ml，以增加基础尿量。 (2)手术轻柔，不要过度牵拉输尿管。

(3)插输尿管时，注意不要插入夹层，避免损伤组织造成出血。插管不要扭曲。

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